Тест по биологии 6 класс Клеточное строение листа с ответами
Тесты по биологии 6 класс. Тема: «Клеточное строение листа»
Правильный вариант ответа отмечен знаком +
1. Что образуют зеленые клетки, входящие в состав кожицы листа?
1) Волоски
2) Межклетники
3) Сосуды
+4) Устьица
2. Клетки какой внутренней части листа содержат наибольшее количество хлоропластов?
+1) Столбчатая ткань
2) Губчатая ткань
3) Межклетники
4) Ситовидные трубки
3. На рисунке схематично изображено внутреннее строение листа. Как называется выделенная часть листа?
1) Столбчатая ткань
2) Жилка
+3) Губчатая ткань
4) Межклетники
4. Где расположены устьица у водных растений?
1) В столбчатой ткани
2) В губчатой ткани
+3) На верхней кожице листа
4) На нижней кожице листа
тест 5. Листья какого растения помогут сохранить свежесть мяса или рыбы благодаря выделению губительных для микроорганизмов летучих веществ?
1) Имбиря
+2) Хрена
3) Лопуха
4) Авокадо
6. Как называются пучки, образованные проводящей тканью в листьях растений?
+1) Жилки
2) Устьица
3) Сосуды
4) Ситовидные трубки
7. Какой из рисунков соответствует вильчатому жилкованию листа?
1)
2)
3)
+4)
8. Какое жилкование у листьев подорожника?
1) Параллельное
2) Сетчатое
+3) Дуговое
4) Вильчатое
9. Какие листья называют теневыми?
1) Листья, содержащие два и более слоев столбчатых клеток и хорошо развитую губчатую ткань
2) Листья, содержащие один слой столбчатых клеток и хорошо развитую губчатую ткань
3) Листья, содержащие два и более слоев столбчатых клеток и плохо развитую губчатую ткань
+4) Листья, содержащие один слой столбчатых клеток и плохо развитую губчатую ткань
Хлоропласта выделение из листьев — Справочник химика 21
Выделение хлоропластов из листьев [c.38]Ддя получения изолированных хлоропластов листья сначала измельчают растиранием в той или иной среде в зависимости от задачи исследования, а затем отделяют фракцию хлоропластов от компонентов клетки — цитоплазмы, ядер, крахмала, осколков клеток и других — ди еренциальным центрифугированием или центрифугированием в градиенте плотности или комбинацией обоих этих методов (Рабинович, 1951 Вечер, 1961 Осипова, 1%8 Методы выделения хлоропластов, 1970). [c.34]
Хлорофилл. Зеленый краситель листьев, называемый хлорофиллом (Пеллетье и Кавантур, 1819 г.), был впервые изучен Берцелиусом (1837 г.) в результате оптических исследований Стокс (1854 г.) установил, что он представляет собой смесь четырех веп] еств — двух хлорофиллов и двух каротиноидов. Выделение двух хлорофиллов было осуществлено М. Цветом (1906 г.) при помощи открытого им в связи с этим хроматографического метода. Оба хлорофилла а ж Ъ постоянно сопровождаются в хлоропластах зеленых листьев двумя каротиноидами — каротином и ксантофиллом (см. гл. Каротиноиды ). (5реди исследователей, внесших значительный вклад в эту область, приведем еще М. Ненки, Л. Мархлевского, Р. Вильштеттера и, наконец, Г. Фишера,
В 1937 г. Р. Хиллом была открыта и доказана суть реакции фотосинтеза если добавить в экстракт из листьев, содержащий хлоропласты, какой-нибудь небиологический акцептор водорода и осветить эту смесь, то можно будет пронаблюдать выделение кислорода, т.е. произойдет восстановление акцептора водорода согласно следующему уравнению [c.196]
Другое направление заключается в отходе от живой системы. В этом случае хлоропласты изолируются от зеленых листьев растений и стабилизируются совместно с гидрогеназой (например, на твердом субстрате), так что активность может поддерживаться в течение долгого времени вне биоэлемента. Гидрогеназа, энзим, который определяет выделение газообразного водорода, хотя и присутствует во многих водорослях, но может быть и прямо привязан к фотосинтетической аппаратуре, так как вне биоэлемента ферменты гидрогеназы сильно ингибированы кислородом, и напротив, фотосинтетический процесс, ответственный за выделение кислорода, выключается при восстановительных условиях. [c.345]
В хлоропластах весенних зеленых листьев, выделенных при центрифугировании (3000 g, 20 мин.), были обнаружены флавоноиды, а также следы неизвестного фенольного соединения (рис. 14). Характерно, что в хлоропластах присутствовал флавонол (пятно
В опытах с листьями наземных растений в замкнутой системе (фиг. 38, Б) имеются еще более сложные источники ошибок. Здесь один и тот же воздух в течение продолжительного времени циркулирует, проходя последовательно через прибор для измерения концентрации и через листовую камеру. Поэтому фотосинтез происходит при непрерывно уменьшающейся концентрации СОа и скорость его в любой момент времени можно определить, исходя из известного объема системы и наклона кривой, описывающей изменение концентрации СО2 во времени. Этот наклон определяется не только скоростью поглощения и выделения СО2 (соответственно хлоропластами и митохондриями), но и наружной концентрацией СО2 в данный момент времени, предшествующими изменениями этой концентрации во времени и, наконец, всеми значениями внутреннего сопротивления движению СО2. При наличии,очень точного метода определения концентрации объем замкнутой системы можно сделать достаточно большим относительно поверхности листа для того, чтобы снижение концентрации происходило крайне медленно (и вместе с тем поддавалось измерению). В противном случае видимый фотосинтез следует измерять в открытой или, еще лучше, в полузамкнутой системе (см. ниже), так как в этих случаях можно поддерживать постоянную скорость фотосинтеза, пополняя запас СО2 в воздухе по мере его расходования. Следует указать, что те же самые рассуждения приложимы и к опытам с открытой и замкнутой системами, в которых измеряются изменения концентрации кислорода, поскольку выделение кислорода обычно считается эквивалентным поглощению СОг- Однако теоретичесю [c.85]
ДНК ядер и хлоропластов отличаются не только по нуклеотидному составу. Удалось зарегистрировать различия в плотности этих двух видов ДНК, используя центрифугирование нуклеиновых кислот в градиенте плотности хлористого цезия. Если центрифугировать ДНК, извлеченную из целых листьев, т. е. в основном ядерную, то основной пик плотности будет соответствовать 1,689 (фиг. 24). ДНК, выделенная из тщательно очищенных хлоропластов, имеет основной пик плотности 1,697.
Действительно, в хлоропластах локализовано 30—40% каталазы от всего количества фермента, обнаруженного в листьях, но роль ее в процессе фотосинтеза оставалась неясной, так как до самого последнего времени об участии или неучастии каталазы в выделении [c.174]
В связи с этим уместно вспомнить и о наблюдавшихся Мейером [32,33] масляных капельках в хлоропластах некоторых листьев и водорослей (см. главу 1П). Как уже упоминалось, Мейер считает эти капельки продуктами ассимиляции (которые на самом деле, может быть, лишь гранулы , недавно признанные нормальными составными частями большинства хлоропластов). Он не определял химический состав этих продуктов , но сравнивал их свойства (воз-гоняемость с водяным паром, растворимость в эфире, нерастворимость в воде, способность вызывать потемнение ляписа в щелочном растворе, запах и т. д.) со свойствами соединений, выделенных Рейнке, Куртиусом и Франценом. На основании своих наблюдений он заключил, что эти продукты ближе всего к свойствам гексенового альдегида. Он высказал мнение, что гексеновый альдегид является Еомцонентом продуктов ассимиляции. Однако количества гексенового альдегида найденные Куртиусом и Франценом, слишком малы, чтобы объяснить всю массу ассимилятов. [c.263]
В фрагментах хлоропластов, выделенных из листьев шпината и некоторых водорослей, ксантофиллы с эпоксидной группой — виолаксантин и неоксантин — были обнаружены только в частицах,обогащенных фотосистемой II ( Ogawa et al., 1968). Это поддерживает представление об участии кислородсодержащих каротиноидов в реакциях,связанных с выделением кислорода. [c.190]
Рядом опытов с хлоропластами,-выделенными из листьев шпината и пшеницы, было показано, что если освещать их сильным светом в течение 15 сек в отсутствие необходимых для фосфорилирования компонентов — АдФ, Ф , то они приобретают спбсоб-ность, будучи помещены затем в темноту в присутствии указанных соединений, синтезировать молекулы АТФ. Образование АТФ в процессе фотосинтеза сопряжено, как известно, с некоторыми звеньями в индуцированно1й светом потоке электронов. Существу )т две гипотезы, две концепции, по-разному трактующие это сопряжение
Накопление С в хлоропластах внутри листа измеряли при помощи иеводного фра.кцио-инрования как оказалось, процесс накопления С характеризуется такой же задержкой, как и выделения кислорода интакт-ной тканью (рис. 7.2). Р1ыдукция практически не зависит от интенсивности освещения, одиако на нее сильно влияет температура. Следовательно, индукция связана с биохимическими реакциями [скорость которых обычно удваивается при каледом увеличении температуры на 10°С (Рю=2)] более тесно, чем с истинно фотохимическими процессами, независимыми от температуры (рш = 1) (рис. 7.3). Индукционный период уменьшается, если. проводить повторное освещение после сравнительно небольшого периода пребывания в темноте (см. рис. 7.1 и 7.9). Очевидно, освещение позволяет снять какое-то ограничение, которое не сразу восстанавливается в темноте. [c.169]
Для оценки эффективности фотосинтеза в изолированных хлоропластах разумнее всего сравнить ее с эффективностью фотосинтеза в той ткани, откуда были выделены эти оргаиел-лы. Эти данные приобретут наибольший смысл, когда все измерения будут проведены на исходной ткани растения (определение обмена СОг при помощи инфракрасного газоанализатора) и на препарате хлоропластов, выделенных из той же самой ткани (определение фиксации СОг или измерение выделения Ог при помощи кислородного электрода), при одинаковых освещении, температуре и концентрации СОг. Совершенно непрактично делать такие сравнения при абсолютно строгом режиме или ежедневно. Для общей оценки эффективности работы изолированных хлоропластов можно воспользоваться усредненными значениями интенсивности фотосинтеза в ткани. листа различных растений (табл. А.1).
Для многих целей до сих пор предпочитают использовать шпинат. Это связано, во-первых, с. тем, что в этом растении практически отсутствуют фенольные соединения, которые обычно загрязняют получаемые препараты, и, во-вторых, с тем, что исследованию хлоропластов именно этого растения посвяш,ено. громадное число работ. Еще совсем недавно шпинат был единственным растением (за исключением, пожалуй, молодых листьев гороха), из которого удавалось получать действительно интактные и активные хлоропласты. Для некоторых целей очень удобными оказались растеиия гороха, хотя с каждым годом становится все яснее, что хлоропласты, выделенные из молодых побегов гороха, отличаются по проницаемости от хлоропластов, полученных из взрослых растений шпината. Аврои и др. очеиь широко использовали в своих исследованиях салат ио главным образом для изучения транспорта электронов и фотофосфорилироваиия. Приемы получения протопластов (разд. А.5) позволили выделить хорошие хлоропласты и из миогих других растений. [c.546]
Два замечания, касающиеся (З-лектинов они образуют комплексы с некоторыми гомополисахаридами или гетерополисахаридами, а в пределах последних — с гликозилированными фла-вонолами [48] они скорее локализованы в цитоплазматических мембранах, тогда как оболочка и ламеллы хлоропластов, по-ви-димому, лишены гликопротеинов и, следовательно, лектинов [54]. Поэтому их реактивность несомненна, но такая субклеточная локализация определенно приводит к уменьшению их содержания в суммарных белковых препаратах, выделенных из листьев. [c.258]
Пластохиноны содержатся в хлоропластах листа и связаны с процессами фотосинтеза. 2,3-Диметил-б-тетрапренил-1,4-бензохинон, пластохинон-4 (л =4), имеет такую же боковую цепь, что и менахинон-4 (витамин К2(20))- Доказано строение и осуществлен синтез натурального 2,3-диметил-6-нонапренил-1,4-бензохинона, пластохинона-9 п = 9) (571, имеющего ту же соланезиль-ную боковую цепь, что и менахинон-9 (витамин К2(45>) выделен и идентифицирован пластохинон-10 [58—60 ] с частично насыщенной изопреноидной боковой цепью, аналогичной убихинону-10. [c.233]
Диссертационная работа М. С. Цвета, наряду с изложением результатов исследования хлоропластов, хлороглобина и хлорофилла и подробным обсуждением литературного материала, содержала немало интересных мыслей и рассуждений, характеризующих М. С. Цвета как ученого с материалистическим мировоззрением. В своей диссертации М. С. Цвет, подробно рассматривая различные методы выделения веществ, уделял внимание и адсорбции. В одном из разделов он отмечал …Различно окрашенные пояса отчетливо наблюдались мною при фильтрации через шведскую бумагу петролейно-эфирной вытяжки листьев [12]. Эти слова свидетельствовали о внимании молодого исследователя к адсорбционным явлениям, а полученные результаты были первым его шагом на пути к открытию хроматограф ии. Именно поэтому впоследствии М. С. Цвет в предисловии к своему основному труду [13] с полным правом писал о том, что зачаток хроматографического метода находится в моем русском сочинении от 1901 года . [c.13]
Выделена специфическая фруктозо-1,6-дифосфатаза, которая требует присутствия магния и наиболее активна при pH 8,5 при pH 7,0 эта фосфатаза неактивна. Второй фермент, выделенный из листьев шпината, имеет наибольшую активность при pH 7,0, не требует магния и, по-видимому, связан с хлоропластами. Неочищенный препарат этого фермента отщепляет остаток фосфорной кислоты, присоединенной к 1-му атому углерода, как у фруктозо-1,6- дифосфата, так и у седогептулозо-1,7-дифосфата. [c.135]
Цитохромы 6б и f локализованы в хлоропластах они могут играть определенную роль в фотосинтезе. Цитохром не выделен в очищенном состоянии. Цитохром экстрагирован из листьев бузины Sambu as niger) и петрушки. Он получен в высокоочищенном виде и обладает свойствами, подобными свойствам цитохрома с. [c.217]
Хлорофилл и флавиыы способны катализировать окислительно-восстановительные реакции на свету. Известно, что в суспензии хлоропластов или в зеленых коллоидных растворах из листьев растений происходит восстановление -бензохиноиа с одновременным выделением молекулярного кислорода. Есть данные, подтвержденные и нами [11], что в препаратах, неспособных окислять гидрохинон в темноте, на свету совершается стехиометриче-ская реакция [c.142]
Мертвые или раздробленные клетки, теряя способность к полному фотосинтезу, сохраняют все же слабую способность к выделению кислорода на свету (без соответствующего поглощения двуокиси углерода). Это отметили Габерландт [2] и Юарт [3], наблюдавшие, что изолированные хлоропласты (полученные при растирании листьев с водой) выделяют небольшое количество кислорода на свету. Подобные же наблюдения с порошками из высушенных листьев произвел в 1904 г. Молиш [9]. Вопрос оставался в прежнем положении, пока Молиш [22] вновь не вернулся к нему через 20 лет — в 1925 г. Он подтвердил выделение кислорода листьями, высушивавшимися в течение трех или четырех дней при 30—35 и иногда по нескольку недель хранившимися в эксикаторе. Некоторые из листьев выделяли кислород после нагревания до 84° в течение 5 час. Для получения кислорода сухие листья измельчались в порошок под водой и полученная масса освещалась без фильтрования. Листья, убитые замораживанием, также выделяли кислород на свету. [c.66]
Все эмпирически известное по поводу энзимов в клетках растений не имеет непосредственного отношения к этим гипотетическим катализаторам. Данные, имеющиеся в нашем распоряжении, касаются хорошо известных энзимов, вроде каталазы, карбоангидразы, фос-форилазы, амилазы, мальтазы и инвертазы, которые или вообще не имеют отношения к синтезу углеводов, или участвуют лишь в его заключительных стадиях (образование и разлоягение сахарозы и крахмала). О наличии энзимов, превращающих углеводы в зеленых листьях, кратко говорилось в главе П1. Здесь мы добавим немногие данные по другим энзималг, найденным в выделенном веществе хлоропластов [97, 98, 105]. [c.381]
Нейш [98] измерял активность каталазы в выделенном веществе хлоропластов и сравнивал ее с активностью растертых листьев в целом. Оказалось, что вся каталаза зеленых листьев сосредоточивается в хлоропластах (табл. 54). О другой стороны. Кроссинг [105] нашел каталазу и в хлоропластах и в цитоплазме. [c.381]
Вильштеттер и Штоль [92] рассчитали для листьев различных растений, с какой частотой (на ярком свету) в среднем каждая молекула хлорофилла восстанавливает молекулу СО2. Оказалось, что это так называемое ассимиляционное время составляет 10—30 сек для нормальных листьев сходные величины позже были найдены для водорослей. Для бледно-зеленых листьев золотистых разновидвостей это время составляет лишь 1—3 сек. Максимальные скорости выделения О2, которые наблюдались для реакций хлоропластов (шпината), лежат в тех же границах 150 мкмоль О2 (или 600 мкэкв) выделяются на 1 мг (или мкмоль) хлорофилла в 1 час, что соответствует ассимиляционному времени 24 сек. [c.586]
Бромацил в основном проникает в растения через корни. Благодаря своей относительно хорошей растворимости в воде он может, подобно другим хорошо растворимым корневым гербицидам, вымываться уже сравнительно небольшими количествами воды в область корней растений. Он тормозит, не действуя селективно, ассимиляцию двуокиси углерода (см. табл. 145) и этим препятствует фотосинтезу растений и выделению кислорода [282, 685, 693, 758]. В табл. 119 приведены значения Ьо (в моль/л) (см. стр. 235), определенные на хлоропластах листьев Brassi a sp., как мера торможения реакции Хилла [c.333]«Строение и многообразие покрытосеменных растений»
Б-6 кл.
Контрольная работа по теме:
«Строение и многообразие покрытосеменных растений»
1 вариант
Выберите один верный ответ.
Зародыш семени фасоли состоит из
а) Зародышевого корешка, стебелька, почечки
б) Зародышевого корешка, стебелька, почечки, эндосперма
в) Семядоли, эндосперма, почечки
г) Семядоли, зародышевого корешка, стебелька, почечки
Эндосперм – это
а) Запасающая ткань, содержащая питательные вещества
б) Внутренний слой кожуры
в) Первый лист зародыша
г) Конус нарастания зародыша
Корень, развивающийся из корешка зародыша, называется
а) Главным в) Придаточным
б) Боковым г) Мочковатым
Корневые клубни образуются из
а) Главного корня
б) Боковых корней
в) Из главного и придаточного корня
г) Из боковых или придаточных корней
Участок стебля, на котором развиваются листья, называют
а) Узлом в) Побегом
б) Междоузлием г) Конусом нарастания
Устьица существует для
а) Защиты растения
б) Осуществления водообмена
в) Газообмена и испарения воды
г) Теплообмена
Наибольшее количество хлоропластов в листе содержится в
а) Кожице в) Клетках столбчатой ткани
б) Устьице г) Клетках губчатой ткани
К покровным тканям относят
а) Пробка и луб в) Пробка и кожица
б) Кожица и луб г) Кора и камбий
Растения, у которых мужские и женские цветки находятся на одной особи, называются
а) Однополыми в) Однодомными
б) Обоеполыми г) Двудомными
Плод пшеницы – это
а) Зерновка в) Семянка
б) Костянка г) Орех
В вопросе 11 выберите три правильных ответа из шести предложенных.
Видоизменениями корней являются
а) Корневые клубни
б) Придаточные корни-прицепки
в) Столоны
г) Луковицы
д) Усики
е) Корнеплоды
Рассмотрите рисунок, на котором схематически изображено разрезанное вдоль семя фасоли. Определите и подпишите названия частей семени, указанных цифрами.
Фасоль
……………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………….
Рассмотрите рисунок, на котором схематически изображено устьице с окружающими его клетками кожицы (А – вид сверху; Б – в разрезе). Определите и подпишите названия структур, указанных цифрами.
1)………………………………………………………………… 4)……………………………………………………………………
2)………………………………………………………………… 5)…………………………………………………………………..
3)………………………………………………………………..
Установите соответствие между частями растений и функциями, которые они выполняют.
ЧАСТИ РАСТЕНИЙ А) Ситовидные трубки Б) Пробка В) Устьице Г) Сердцевина Д) Сосуды Е) Клубни Ж) Корнеплоды З) Чечевички | ФУНКЦИИ
|
Задание 15 выполняется с использованием приведенного ниже текста.
Покрытосеменные, или Цветковые, относятся к высшим растениям. Эта самая молодая и многочисленная группа царства растений является наиболее в растительном мире. Покрытосеменные приспособились к самым различным условиям существования. Они растут за полярным кругом и в тропиках, в воде и в безводных пустынях, образуют леса и ковром разнотравья покрывают степи.
Среди покрытосеменных есть деревья, кустарники и травы: однолетние, двулетние и многолетние растения. Есть покрытосеменные растения, которые живут всего несколько месяцев, например мокрица. Другие, например дубы, могут жить сотни лет. Некоторые покрытосеменные имеют гигантские размеры. Так эвкалипты и секвойи достигают в высоту белее 100 метров. А есть совсем крошечные растеньица, например ряска, размеры которой всего 1-2 мм.
Цветковые растения имеют вегетативные (корень и побег) и генеративные (цветок и плод с семенами) органы.
Строение вегетативных органов у различных цветковых растений очень разнообразно. Различают три вида корней: главные, придаточные и боковые. Все корни одного растения образуют корневую систему. Корневая система может быть стержневой или мочковатой. Корни закрепляют растений в почве и обеспечивают его водой и минеральными веществами.
Побег состоит из стебля и листьев. Форма и строение стеблей и листьев у цветковых растений тоже очень разнообразны. Есть растения с прямостоячими, вьющимися, лазающими и лежащими стеблями. Листья могут быть очень больших размеров и совсем мелкие, простые и сложные. В листьях протекает процесс фотосинтеза, обеспечивающий растения органическими веществами.
Почки представляют собой зачаточные побеги. Различают вегетативные (листовые) и генеративные (цветочные) почки.
Цветок – видоизменённый укороченный побег, служащий для семенного размножения. Из цветка образуются плоды с семенами. Семя цветкового растения состоит из кожуры, зародыша и запаса питательных веществ. Семена двудольных растений имеют две семядоли, однодольных – одну. Семена находятся внутри сухих и сочных плодов.
Человек широко использует покрытосеменные растения в своей жизни. Практически все сельскохозяйственные растения, выращиваемые человеком, относятся к покрытосеменным растениям. Они обеспечивают человека продуктами питания, сырьём для различных отраслей промышленности, используются в медицине.
Прочитайте текст, озаглавьте его и составьте план.
Б-6 кл.
Контрольная работа по теме:
«Строение и многообразие покрытосеменных растений»
2 вариант
Выберите один верный ответ.
Зародыш семени пшеницы состоит из
а) зародышевого корешка, стебелька, почечки
б) зародышевого корешка, стебелька, почечки, эндосперма
в) семядоли, эндосперма, почечки
г) семядоли, зародышевого корешка, стебелька, почечки
Семядоли – это
а) стебель зародыша
б) корень зародыша
в) лист зародыша
г) почечка зародыша
Питательные вещества в семени пшеницы находятся в
а) корешке в) эндосперме
б) семядоле г) семенной кожуре
В образовании корнеплодов участвуют
а) листья и основания стебля
б) боковые корни
в) придаточные корни
г) главный корень и нижние участки стебля
Корни, отрастающие от стебля, называются
а) боковыми в) придаточными
б) стержневыми г) главными
Корневой волосок отличается от клетки кожицы лука
а) большей поверхностью и более тонкой оболочкой
б) большей поверхностью и более толстой оболочкой
в) меньшей поверхностью и более тонкой оболочкой
г) ничем не отличается
Угол между листом и расположенной выше частью стебля называется
а) основанием побега
б) пазухой листа
в) междоузлием
г) пазушной почкой
По ситовидным трубкам перемещаются
а) растворы органических веществ
б) растворы неорганических веществ
в) кислород и углекислый газ
г) вода и кислород
Стебель деревьев растет в толщину за счет деления клеток
а) луба
б) камбия
в) древесины
г) сердцевины
Соплодие развивается у
а) инжира
б) апельсина
в) банана
г) винограда
В вопросе 11 выберите три правильных ответа из шести предложенных.
Эндосперм есть в семенах
а) лука
б) пшеницы
в) ясеня
г) фасоли
д) тыквы
е) частухи
Рассмотрите рисунок, на котором схематически изображено разрезанная зерновка пшеницы. Определите и подпишите названия ее частей, указанных цифрами.
2
3
4
5
1
1)…………………………………………………………..
2)………………………………………………………….
3)…………………………………………………………..
4)…………………………………………………………..
5)…………………………………………………………..
Рассмотрите рисунок, на котором схематически изображено внутреннее строение листа. Определите и подпишите названия частей, обозначенных цифрами.
5
4
1
2
3
1)…………………………………………. 4)…………………………………………..
2)…………………………………………. 5)…………………………………………..
3)………………………………………….
Установите соответствие между частями растений и функциями, которые они выполняют.
ЧАСТИ РАСТЕНИЙ А) Ситовидные трубки Б) Кожица В) Устьице Г) Сердцевина Д) Сосуды стебля Е) Чечевички Ж) Корнеплоды | ФУНКЦИИ
|
Задание 15 выполняется с использованием приведенного ниже текста.
У большинства растений стебли прямостоячие, они растут вертикально вверх. Прямостоячие стебли имеют хорошо развитую механическую ткань, они могут быть одревесневшими (берёза, яблоня) или травянистыми (подсолнечник, кукуруза). Но есть растения, которые для того, чтобы вынести к свету листья и цветы, вынуждены искать вертикальную опору. Такие растения с вьющимися или лазающими стеблями называются лианами. Лиана – одна из жизненных форм растений.
В зависимости от способа прикрепления побегов к опорам эти растений подразделяются на несколько групп, среди которых наиболее известны вьющиеся и лазающие лианы. У вьющихся лиан побеги подобно спирали обвиваются вокруг опоры. У одних лазающих лиан побеги прикрепляются к опорам с помощью усиков, как, например, у винограда, у других, как, например, у плюща, побеги к опоре прикрепляются особыми видоизменёнными корнями-прицепками, отрастающими от стеблей.
Лианы могут быть однолетними и многолетними, вечнозелёными и листопадными. В тропиках мощные древовидные побеги лиан могут достигать десятков и даже сотен метров в длину. Многие древовидные лианы имеют тонкие, гибкие и очень прочные побеги. Среди многолетних лиан встречаются растения с травянистыми стеблями, например хмель. У него осенью травянистые побеги отмирают, а весной вырастают новые, достигающие за лето 6-8 метров длины.
Большая часть лиан (около 80%) произрастают в тропических районах. В тропических лесах они, обвиваясь вокруг стволов деревьев, цепляясь за них усиками, присосками, перекидывая свои ветви с дерева не дерево, образуя иногда непроходимые чащи. В умеренном климате лианы встречаются значительно реже.
В России встречаются достаточно часто такие лианы, как плющ, лимонник, хмель и другие.
В тропических странах лианы используют для постройки жилищ, изготовления мебели, прочных канатов и верёвок, плетения корзин. Жители тропических лесов нередко используют лианы для постройки висячих мостов через бурные реки. Иногда для этой цели приспосабливают растущие лианы.
Хмель выращивают как сельскохозяйственную культуру. Основное применение хмель находит в медицине и пищевой промышленности. Шишки хмеля являются сырьём для пивоварения. Стебли винограда пригодны для изготовления низких сортов бумаги, а также грубой пряжи, пригодной для мешковины и веревок. В некоторых странах молодые побеги хмеля используют в пищу.
Прочитайте текст, озаглавьте его и составьте план.
Особенности строения столбчатой ткани: взаимосвязь структуры и функций
Особенности строения столбчатой ткани листа обусловливают выполнение его важнейших функций. Благодаря этому осуществляется жизнедеятельность всего растительного организма. В нашей статье мы рассмотрим отличительные черты анатомии и физиологии столбчатой ткани.
Особенности внутреннего строения листа
В растении столбчатая ткань располагается в листе. Как устроен этот орган? Снаружи он покрыт кожицей. Эта разновидность покровной ткани состоит из плотно прилегающих живых клеток, среди которых располагаются устьица. За счет данных структур обеспечивается проникновение молекул газообразных веществ: кислорода — в растение, а диоксида углерода и паров воды — в обратном направлении.
Под кожицей располагаются клетки основной фотосинтезирующей ткани. Они крупные, рыхло расположены, поэтому составляют основу листа. Проводящую и опорную функцию выполняют жилки — совокупность элементов проводящей и механической ткани. Вместе они формируют сосудисто-волокнистые пучки.
Основная ткань листа
Основная ткань состоит из клеток двух типов: столбчатых и губчатых. Последние имеют овальную форму, а в промежутках между ними располагаются межклетники. Данные структуры занимают до четверти листа. Элементы основной ткани с межклетниками образуют основу листа, запасают различные вещества, участвуют в газообмене. Особенности строения столбчатой ткани делают ее главной фотосинтезирующей структурой листа.
Столбчатая ткань: место расположения
Рисунок столбчатой клетки ткани листа иллюстрирует и особенности ее расположения. Она находится прямо под кожицей с верхней стороны листьев. Клетки данной ткани, действительно напоминающие столбики, могут размещаться в один или несколько рядов. Такое расположение объясняется ее основной функцией — осуществлением фотосинтеза. Оно оптимально для поглощения кислорода и солнечного света.
Особенности строения столбчатой ткани
Столбчатая является разновидностью основной ткани растения. Ее клетки имеют цилиндрическую форму, расположены вертикально и плотно прилегают друг к другу. Количество слоев столбчатой ткани напрямую зависит от интенсивности солнечного излучения. Так, в листьях растений, которые растут на свету, их может быть несколько. А у теневыносливых видов данная ткань развита слабо.
Рисунок столбчатой клетки ткани листа демонстрирует ее основные структуры. Это тонкая оболочка, ядро, митохондрии, комплекс Гольджи, ЭПС. Центральное положение и основной объем клетки занимает вакуоль. Эта полость, заполненная клеточным соком, является своеобразным резервуаром для запаса воды и растворенных в ней веществ. Благодаря наличию хлоропластов, клетки столбчатой ткани имеют зеленый цвет, придавая его и всему листу.
Фотосинтезирующими могут быть разные части растений. К примеру, у кактусов, листья которых редуцированы в колючки, эту функцию осуществляет мясистый стебель. К фотосинтезу способны и многие одноклеточные организмы: хламидомонада, эвглена зеленая, цианобактерии.
Столбчатая ткань: выполняемые функции
Столбчатые клетки содержат наибольшее количество хлоропластов по сравнению с другими элементами основной ткани. Поэтому их главная функция — осуществление фотосинтеза. Его значение сложно переоценить, поэтому его масштабы часто называют планетарными.
Этот фотохимический процесс происходит на внутренней мембране хлоропластов при условии наличия солнечного света, углекислого газа и воды. Продуктами данной реакции является моносахарид глюкоза. Его растение использует в качестве источника энергии, необходимой для его роста и развития. Соединяясь в цепочки, глюкоза образует сложный углевод крахмал. Его гранулы откладываются про запас в цитоплазме в виде включений.
Вторым продуктом реакции фотосинтеза является кислород. Этот газ — необходимое условие аэробного дыхания, которое является основным признаком всего живого на планете. Суть этого процесса заключается в окислении органических веществ с высвобождением энергии их химических связей. Особенности строения столбчатой ткани обеспечивают и ориентацию хлоропластов, которая позволяет им как можно эффективнее улавливать солнечный свет.
Итак, столбчатая ткань является разновидностью основной. Ее клетки имеют цилиндрическую вытянутую форму и вертикально располагаются под верхней кожицей листа. Функции столбчатой ткани обусловлены особенностями строения: ее клетки содержат зеленые пластиды хлоропласты и обеспечивают протекание фотосинтеза. Этот процесс планетарного значения обеспечивает главные условия жизни. В его результате растения обеспечиваются органическими веществами, за счет которых питаются, а все остальные организмы — кислородом, необходимым для дыхания.
Специфические особенности строения столбчатой клетки ткани. Палисадная (столбчатая) ткань пластинки листа растений
Дифференциация клеток и тканей играет большую роль в развитии организма. Разделение обязанностей для каждой клетки можно сравнить с разделением труда на фабрике: если каждая единица выполняет только присущую ей функцию, общий результат можно получить в более короткий срок. То же касается и любого живого организма, качество жизни которого зависит от его сложности развития и занимаемой эволюционной ниши.
Что такое клетка: биология жизнедеятельности организма
Клетка – это структурная и функциональная единица всего живого. Исключение разве что составляют вирусы – неклеточная форма жизни. Ткань – это совокупность клеток и межклеточного вещества, имеющих одинаковое строение, функции и происхождение. Биология функции клетки основана на ее строении, которое диктуется степенью организации животного или растения.
Дифференциация клеток у животных и растений происходит еще в онтогенезе. Каждая из них происходит из ткани-предшественника: если у животных это стволовые клетки, то у растений — меристема.
Что такое клетка? Биология и структура клеток позволяет классифицировать их на две группы.
1. Эукариотические клетки. К ним относятся структурные единицы животного и растительного организма.
2. Прокариотические клетки. Они отличаются отсутствием ядра и других органелл. К прокариотическим организмам относятся бактерии.
Строение животной клетки
Изучением структуры клеток занимается биология. Строение животной клетки было открыто Гуком еще в 19 веке, однако полностью оно было изучено ближе к 20 тысячелетию.
Клетка животных представляет собой цитоплазму, окруженную плазмалеммой. В цитоплазме «плавают» различные органеллы и включения. К органеллам относятся лизосомы, митохондрии, аппарат Гольджи, эндоплазматическая сеть, пероксисомы. Включения – это вещества, которые растворены в цитозоле и ждут, пока они будут нужны для построения структур клетки.
В отличие от растительной, в животной клетке отсутствует клеточная стенка, вакуоль и хлоропласты. Отсутствие дополнительного покровного комплекса сказывается, например, на особенностях деформации плазмалеммы во время деления.
Строение растительной клетки
Внутреннее содержимое растительной клетки намного богаче, нежели животной. Во-первых, здесь можно обнаружить двумембранные структуры – хлоропласты. И функция заключается в обеспечении процесса фотосинтеза, который очень важен для растений с точки зрения дополнительного источника энергии наряду с дыханием, а также глюкозы.
Растительная клетка снаружи дополнительно покрыта клеточной стенкой. Она состоит из целлюлозных волокон, а в месте контакта двух соседних клеток еще присутствует пектин. Здесь столь мощный наружный комплекс не позволяет контактировать так, как это делают животные клетки. Главную роль в транспорте играет строение клетки. 6 класс, биология в котором изучалась еще не так глубоко, не дает информации о десмосомах – специальных порах в клеточной стенке, которые служат для перемещения веществ из одной клетки в другую. С помощью этих структур могут контактировать вакуоли через небольшой по диаметру мостик.
Вакуоль – это еще одно отличие животной клетки от растительной. Ее функция заключается в запасании химически активных алкалоидов, кислот, кальция, которые помогают стабилизировать осмотическое давление. Более того, алкалоиды и кислоты могут отрицательно действовать на содержимое цитоплазмы, поэтому они должны находится в изолированной органелле со специальной мембраной, через которую невозможно проникновение молекул такого размера. Мембрана вакуоли называется тонопластом.
Все особенности строения столбчатой клетки ткани идентичны приведенному плану состава растительных клеток.
Прокариотические клетки
Бактерии (как представители прокариот) являются эволюционно менее развитыми организмами. Бактериальная клетка представляет собой цитозоль, окруженную мембраной, клеточной стенкой и слизистой капсулой. Внутри нет тех органелл, которые встречаются у эукариот. Ядро также отсутствует, а весь генетический материал представлен у большинства бактерий лишь одной хромосомой.
Метаболизм клетки поддерживается специальными структурами – мезосомами. Они представляют собой вырост цитоплазматической мембраны внутрь клетки, а их функция заключается в дыхании или фотосинтезе, если речь идет о фотосинтезирующих бактериях.
Отсутствие ядра помогает увеличить скорость транскрипции и трансляции. Также повышается скорость бинарного деления клетки: колония бактерий может удваивать свою численность каждые 20 минут.
Функции клетки
Клетка как структурная и функциональная единица всего живого может выполнять различные функции, связанные с поддержанием жизнедеятельности организма. Главную роль здесь играет строение клетки. 6 класс, биология в котором изучалась еще на начальном уровне, диктует нам основные особенности организации клеточного аппарата.
Детерминация клеток растений – это многоступенчатый процесс, в результате которого из меристемы образуется множество других тканей организма: покровные, выделительные, проводящие, механические. Клетки каждой из этих тканей отличаются друг от друга по строению и выполняемым функциям. Например, задача покровных клеток — не пропускать чужеродные агенты внутрь организма, когда проводящие элементы нужны для транспорта органических и минеральных веществ по растению.
Взаимодействие клеток достигается специальными контактами, которые носят название плазмодесмы. Регуляция работы происходит на биохимическом уровне с помощью различных ферментов и метаболитов.
Лист – вегетативный орган растений
Функция вегетативных органов заключается в поддержании жизнедеятельности растения на оптимальном уровне. Лист также относится к этой группе, поэтому его основная задача – это фотосинтез.
Столбчатая ткань – это основная фотосинтезирующая ткань листа. Она состоит из паренхиматозных клеток, в которых находится много хлоропластов. Клетки столбчатой ткани находятся ближе к верхней поверхности листа, чтобы получать больше солнечной энергии и, соответственно, увеличить скорость и продуктивность фотосинтеза.
Также в состав листа входит губчатая ткань, которая также имеет хлоропласты, однако их число намного меньше по сравнению с полисадной паренхимой. Дело в том, что основная функция клеток губчатой ткани – это газообмен за счет больших межклетников.
Особенности строения столбчатой клетки ткани листа
Палисадная паренхима находится в верхних слоях листа, чтобы аккумулировать большее количество солнечной энергии. Это нужно для эффективного протекания световой и темновой стадий фотосинтеза, которые проходят только в условии освещения.
Столбчатая клетка – это вытянутая клетка цилиндрической формы, основная функция которой – процесс фотосинтеза. Для этого в клетках столбчатой ткани находятся несколько десятков хлоропластов, которые расположены по периферии клетки. Такое расположение в пространстве цитозоля объясняется увеличением поверхности поглощения солнечных лучей.
У С4-растений тропических и экваториальных лесов строение листа немного отличается. У них столбчатая ткань находится в самом верхнем и в самом нижнем слоях органа. Связано это с особенностями темновой стадии фотосинтеза у этих растений.
Особенности строения столбчатой клетки ткани используются растением для повышения эффективности фотосинтеза.
Что такое фотосинтез
Фотосинтез – это многоступенчатый биохимический процесс, при котором образуется энергия в виде АТФ и глюкозы – углевода, который запасается растением.
Фотосинтез делится на две стадии: световую и темновую. Во время первой стадии происходит фотолиз воды, выделение кислорода как побочного вещества и синтез АТФ, НАДФН. Темновая стадия фотосинтеза представляет каскад последовательных реакций, в результате которых синтезируется глюкоза или аналоги сахаров.
Почему растениям необходим фотосинтез
Для поддержания нормальной жизнедеятельности растение запасает большое количество крахмала. Крахмал – это полисахарид, мономером которого является глюкоза. Не удивительно, что в организме растения из всех возможных классов органических веществ наибольший процент занимают углеводы.
Особенности строения столбчатой клетки ткани позволяют эффективно поглощать световую энергию, которая необходима для протекания биохимических реакций фотосинтеза. Во время темновой стадии синтезируется глюкоза и другие гексозы, которые и запасаются в виде больших полимерных молекул крахмала в паренхимных клетках. Даже в самих хлоропластах порой можно наблюдать крахмальные зерна.
Правда ли, что цвет листьев зависит от плодородия почвы?
Правда ли, что цвет листьев зависит от плодородия почвы?
Панфилова Е.В. 11МБОУ «Доскинская школа»
Пасынкова У.И. 11МБОУ «Доскинская школа»
Текст работы размещён без изображений и формул.
Полная версия работы доступна во вкладке «Файлы работы» в формате PDF
Введение
В середине лета, отдыхая в деревне, на дереве Ранетки во дворе мы увидели сразу и зеленые, и желтые, и красные листья. Почему это происходит, почему листья меняют цвет? Этот вопрос заинтриговал нас. Именно это и стало предметом исследования.
Цель: узнать, почему листья меняют цвет.
Задачи:
1. узнайте, что определяет цвет листвы.
2. изучить влияние состава почвы на цвет листвы.
Гипотеза: предположим, что листья растений разных цветов потому что они содержат вещества, которые придают листьям оттенки зеленого, желтого и красного. А содержание этих веществ в листьях в свою очередь зависит от состава и плодородия почв, на которых произрастают те или иные растения
Методы исследования:
Теоретический:
1. Изучение литературы по проблеме исследования.
2. Работа в Интернете.
Практический:
1. Наблюдения за растениями в природе.
2. Проведение экспериментов.
Объект исследования: листья, почва.
Предмет исследования: цвет листьев, состав почвы
Глава 1.Пластиды
Что такое пластиды?
Пластиды характерны для клеток водорослей и высших растений. Эти органеллы находятся на поверхности двух мембран. По цвету и текстуре выделяют три типа пластид: бесцветные — лейкопласты, зеленого цвета — хлоропласты, желтые, оранжевые или красные -хромопласты. Сочетание всех пластид клеток называется пластидомома. Форма, размер и структура пластид каждого типа различны. Обычно в клетке присутствует только один тип пластида.Пластиды формируются из пропластид- двух мембранных полукруглых структур, заполненных матрицей. Матрица содержит циркулярную ДНК и мелкие рибосомы прокариотического типа. Пропластид переносится в новый растительный организм через яйцеклетку, т. е. из материнского организма. Обычно они содержатся в клетках эмбриона и учебных тканях. Пропластид может поделиться. Из них образуются все три типа пластид. На свету в клетках листьев, стеблей, плодов из пропластида образуются хлоропласты. В клетках накопительной ткани из пропластида формируется лейкопласты. Хромопласт обычно образуется из хлоропластов и лейкопластов, но иногда может образовываться и из пропластида.Самые крупные из них-хлоропласты растений, достигают длины 4-10 мкм и ширины 2-4 мкм и хорошо видны в световой микроскоп. Форма хлоропластов чаще всего линзовидная или эллипсоидная. Лейкопласт и хромопласт могут иметь различную форму. . Наибольшей синтетической активностью характеризуются зеленые пластиды-хлоропласты, содержащие пигмент хлорофилл, который образует с белковыми компонентами мембран особую группу химических соединений — хромопротеиды. Помимо хлоропластов, состоящих из желто-оранжевых пигментов из группы каротиноидов бурых водорослей, обнаружен фукоксантин, красно-фикоэритрин имеют сине-зеленую окраску.
Типы пластид и их структура
Хлоропласты
Хлоропласты содержатся во всех растительных клетках, находящихся на свету. Только несколько типов клеток освещенных частей растений это хлоропласты, содержащие лейкопласт или хромопласт. Это гаметы, секреторные клетки проводящих элементов флоэмы, первичная покровная ткань. В корневых клетках хлоропластов, за редким исключением, нет.Особенно в клетках листьев и незрелых плодов, где они могут занимать основной объем клетки. Основная функция хлоропластов-фотосинтез. Количество хлоропластов в клетках высших растений колеблется от пяти до 100 и более. В ходе эволюции хлоропласты приобрели довольно сложную структуру. В процессе их развития из пропластида образуется большое количество четко выраженных выступов (складок) их внутренней мембраны, называемых тилакоидами. .Внутри хлоропластов находится однородное вещество-строма, пронизанная системой параллельных мембран. В хлоропластах также содержатся рибосомы (сходные по структуре с бактериальными рибосомами), РНК, аминокислоты и ферменты, необходимые для синтеза белка. (приложение 1)
Хромопласт
Хромопласт характерен для клеток лепестков, плодов, корней, осенних листьев. Это пластиды оранжево-красного и желтого цвета, образующиеся из лейкопластов и хлоропластов в результате накопления в их строме каротиноидов. Накапливаясь в большом количестве, каротиноиды способны кристаллизоваться. Такие кристаллы ломают оболочку двумембранную оболочку, и хромопласт принимает их форму: зубчатой, игольчатой, пластинчатой, ромбической и др.В клетке хромопласта осенних листьев образуются основные пластоглобулы- в жирных маслах которых растворены каротиноиды.Ценность хромопластов заключается в привлечении животных для опыления цветов и распространения фруктов и семян.Хромопласт обнаружен в клетках лепестков некоторых растений, спелых плодах, осенних листьях. Их функция в обмене веществ не была выяснена. Косвенное биологическое значение хромопластов заключается в привлечении насекомых для перекрестного опыления и животных для рассеивания семян.Внутренняя мембранная система в них обычно отсутствует. Иногда он представлен одним тилокоидом. Размер хромопластов меньше хлоропластов. Их форма может быть очень разной (зубчатой, серповидной, игольчатой, пластинчатой и др.). (приложение 1)
Лейкопласты.
Лейкопласт-бесцветные пластиды сферической формы, в которых накапливаются резервные питательные вещества. В структуре лейкопласт аналогичен пропластиду, из которого они формируются. Тилакоиды, образованные внутренней мембраной, очень слабо развиты.Помимо ДНК и рибосом в строме лейкопластов содержатся ферменты, участвующие в синтезе и расщеплении (гидролизе) запасных веществ, главным образом крахмала. Лейкопласты обычно расположены в клетках тканей клубней, корневищ, семян. Основная функция лейкопласта-синтез и накопление резервных продуктов питания, в первую очередь крахмала, белка, иногда, реже масла. Лейкопласты, в которых накапливается крахмал, называется амилопластами. Они с сахарами, поступающими из фотосинтетических органов, образуются из крахмальных зерен различного размера и формы вторичного крахмала. Запасной белок может осаждаться в виде кристаллов или аморфных гранул, масло-пластоглобулинов.Лейкопласты — это бесцветные органеллы. Они имеют правильную сферическую форму. Система мембран внутри довольно слабо развита. Форма может измениться неправильно только в том случае, когда в цитоплазме начинают образовываться довольно крупные крахмальные зерна. У них нет зерен, и есть только один тилакоид. Кроме того, это тилакоиды без определенной ориентации или параллельные оболочке пластиды. (приложение 1)
Взаимопревращение пластид.
В эволюционном плане первичными пластидами исходного типа являются хлоропласты, из которых произошло расчленение органов растений на пластиды двух других типов. В процессе индивидуального развития (онтогенеза) почти все виды пластид могут быть преобразованы друг в друга. Наиболее распространенными процессами является превращение хлоропластов лейкопласта и хлоропласта в хромопласт. Первый процесс происходит, например, при развитии листьев в почке или при развитии эмбриона из оплодотворенной яйцеклетки. Распространенным примером трансформации хлоропластов в хромопласт является изменение пластид во время осеннего пожелтения листьев или созревания плодов некоторых растений. .В конце концов хлорофилл полностью разрушается и перестает маскировать каротиноиды, которые теперь четко видны, а также вызывают желтый цвет осенних листьев.Однако в естественных условиях, как правило, превращения хромопластов в хлоропласты не происходят, и их можно рассматривать как завершающую стадию развития пластид. В хромопласте может развиваться и лейкопласт. Трансформация хлоропластов в лейкопласты, которая может происходить при ранении молодого растения или при помещении его в темноту, внутренняя мембранная система также в значительной степени разрушается, хлорофилл исчезает, но накопления пластоглобул не происходит. Этот процесс обратимый. Например, при появлении света из лейкопластов снова развиваются хлоропласты. (смотри приложение 2)
Глава 2. Почва-структура, свойства
Что такое почва?
Почва-это природное образование, образованное в результате трансформации горных пород растениями и животными, т. е. результат почвообразующего процесса.Почва обладает уникальным свойством плодородия, она служит основой сельского хозяйства во всех странах.Почва при правильном уходе не только теряет свои свойства, но и усиливает их, становится более плодородной.. Под действием ветра, атмосферной влаги, в связи с изменением климата и колебаниями температуры горных пород, в том числе гранита, постепенно растрескивается и превращается в пыль. На ней поселились микроорганизмы, питающиеся в основном углеродом и атмосферным азотом, а также минеральными соединениями, которые они получали из горных пород. . Затем здесь поселились лишайники и мхи. .Лучшие почвы, впитывающие и дышащие, мелкокусковые или мелкозернистые по структуре комков с диаметром от 1 до 10 мм. От состава и свойств пород, в которых образуется почва, в значительной степени зависит состав и свойства почвы.Почва состоит из твердой, жидкой, газообразной и живой частей (смотри приложение Соотношение этих частиц характеризует механический состав почвы.Жидкая часть почвы или почвенный раствор, Вода с растворенными органическими и минеральными соединениями. Почвенная вода содержит от доли цента до 40-60 %.Жидкая часть участвует в снабжении растений водой и растворенными питательными веществами.Газообразная часть, почвенный воздух, заполняет поры, не занятые водой. .Живая часть почвы состоит из почвенных микроорганизмов (бактерий, грибов, водорослей, актиномицетов и др.).), представители беспозвоночных (простейшие, черви, моллюски, насекомые и их личинки), роющие позвоночных животных. Они живут в основном в верхних слоях почвы, вокруг корней растений, которые производят свою собственную пищу. Некоторые почвенные организмы могут жить только на корнях.(приложение3)
Химический состав почвы
Почва содержит микроэлементы (азот, фосфор, калий, кальций, серу, железо и др.).) и микроэлементов(бор, марганец, молибден, цинк и др.) что растения потребляют в ограниченных количествах. Их соотношение определяет химический состав почвы.Состав и свойства почвы постоянно меняются под влиянием деятельности, климата и деятельности человека. При внесении удобрений почва, обогащенная питательными для растений веществами, изменяет свои физические свойства.Неправильное использование почвы может привести к нарушению ее эрозии, засолению, заболачиванию. Состоит из двух частей — минеральной и органической. Неорганическим субстратом являются глинистые, пылевые и песчаные компоненты, образующиеся в результате эрозии горных пород. Органическая часть представлена животными и растительными остатками, а также гумусом. Гумус-это органический материал, разложившийся до последней степени и остающийся в стабильном состоянии на протяжении многих лет. Он является источником питательных веществ, необходимых для жизни растений. . Определение плодородной земли возможно тогда, когда: она способна обеспечить растения питательными веществами и водой в количествах, достаточных для роста и размножения; не содержит вредных примесей, препятствующих жизнедеятельности растений. (приложение )
. Пахотные земли нуждаются в постоянной поддержке их плодородия. Процессы истощения и эрозии здесь больше, чем на земле, не тронутой человеком. Основные типы почв и их характеристика (смотри приложение )Почвы различаются как по их механической составляющей, так и по преобладанию органической части. Описания неорганических видов включают: глинозем; глина; песчаник;супесь. (смотри приложение )
Глава3.Экспериментальная.
Обнаружение пластид в клетках листьев
В каплю воды на стеклянной горке положили лист элодеи. Разложили лист препаровальной иглой и накрыли покровным стеклом. Рассмотрели под микроскопом
Химический анализ
Отбор и подготовка проб для химического анализа.
Для проведения химического анализа был проведен отбор проб. Почву отбирали с глубины 10 см по 40-50 мг каждого образца.
Пробы были взяты в следующих областях::
1-участок, где произрастают деревья с зелеными листьями
2- участок, где произрастают деревья с жёлтыми листьями;
3- участок, где произрастают деревья с красными листьями;
Затем почву просушивают и измельчают, удаляют из нее примеси и частицы с помощью набора сит с отверстиями разного диаметра от 5 до 1 мм. Образцы высушивают на воздухе для получения водно-солевых экстрактов.
Методы исследования механического состава:
Определение механического состава грунта влажным способом
Небольшое количество почвы смочите водой до состояния полужидкой
массы. Эта масса была свернута в клубок. Шарик был скатан в шнур. Шнур согнут вкольцо диаметром примерно 3 см.
Выводы делаются по шкале:
— шнур не образуется, песок (песчаная почва).
— Образовались зачатки шнура-супеси (супесчаная почва).
— Шнур дробится при прокатке и сгибании в кольцо-суглинок
(суглинистая почва)
Определение механического состава образцов.
Сначала определяли цвет, механический состав, структуру, новообразования-основные характеристики почвенных горизонтов трех почвенных образцов.
Химический опыт.
3.1.Приготовление водно-солевого экстракта.
Для приготовления водного экстракта достаточно 20 г воздушно – сухого просеянного грунта. Почву помещают в колбу объемом 100 мл, добавляют 50 мл дистиллированной воды и перемешивают в течение 5-10 минут, а затем фильтруют.
3.2.Определение фактической кислотности почвы.
Кислотность и засоленность почвы
Кислотность почвы определяют путем измерения рН солевой вытяжки. В зависимости от рН почва может быть кислой, нейтральной или щелочной:
рН=4 менее кислотный;
рН = 5 кислотный;
рН = 6 кислотный;
pH=7 является нейтральным;
РН=8 и более щелочной.
Оптимальный уровень рН почвы для возделывания основных культур приведен в таблице (приложение 4 )
Засоление почвы характеризуется высоким содержанием легкорастворимых минеральных солей, что отрицательно сказывается на физико-химических свойствах почвы и создает неблагоприятные условия для развития и роста многих растений. Концентрация растворимых солей определяется в водной вытяжке, в том числе химическим анализомВ естественных условиях рН почвенного раствора колеблется от 3 до 10. Чаще всего кислотность почвы не выходит за пределы 4-8. Взаимосвязь между кислотностью почвы и значением рН приведена в таблице (приложение 4).
Зависимость кислотности почвы от рН
Текущая (активная) кислотность-кислотность почвенного раствора. Этот вид кислотности оказывает непосредственное влияние на корни растений и почвенные организмы.Фактическая кислотность определяется в водном экстракте почвы. Для этого необходимо поместить в пробирку или колбу 2 г грунта, добавить 10 мл. полученную суспензию 1: 5 хорошо встряхивают и дают отстаивать осадок; к супернатанту делают полоску индикаторной бумаги и сравнивают ее цвет с цветовой таблицей, чтобы сделать вывод о рН почвы. (результаты сотри в приложении )
3.3.Качественное определение содержания ионов в почве.
Карбонат-ионы.Небольшое количество грунта помещали в фарфоровую чашку и заливали пипеткой несколько капель 10% раствора соляной кислоты. Образуется в результате реакции оксида углерода (IV) CO2 выделяется в виде пузырьков (почва «шипит»). Об интенсивности их выделения судят по более или менее большому содержанию карбонатов.
Сульфат-ионы.К 5 мл фильтрата добавляют несколько капель концентрированной соляной кислоты и 2-3 мл 20% раствора хлорида бария. Если полученный сульфат бария осаждается в виде белого кристаллического осадка, это свидетельствует о наличии сульфатов в количестве нескольких десятых процента и более. Мутность также указывает на сульфат-сотые доли процента. Небольшая облачность, лиши заметны на черном фоне, местами с низким содержанием сульфатов – тысячные доли процента.
Железо (II и III). В две пробирки добавляют 3 мл экстракта. В первую пробирку налить несколько капель раствора Красной кровяной соли К.3[Fe (CN)6)], второй-несколько капель 10-процентного тиоцианата калия KSCN. Появившийся синий цвет в первой пробирке и красный во второй свидетельствует о наличии в почве соединений железа (II) и железа (III). По интенсивности окрашивания можно судить об их количестве.
Определение содержания органики. Навеску каждого образца, массой 3 грамма ,прокалили в фарфоровой чашке в течении 2 минут , взвесели после остывания
Приведены результаты химического анализа почвенных экстрактов. (приложение 5 )
Заключение
В результате проделанной работы, анализа теоретического материала и проведенных экспериментов мы можем сделать следующие выводы:
В образце почвы № 1 (зеленые листья) большое содержание органических веществ и карбонат-ионов
В образце почвы № 2 (желтые листья) большое содержание сульфат-ионов и ионов железа и самое низкое содержание органических веществ
В образце почвы № 2 (красные листья) низкий уровень содержания всех ионов
Таким образом, анализируя экспериментальные данные можем подтвердить выдвинутую нами гипотезу. Цвет листьев действительно зависит от плодородия почвы, а также от содержания некоторых минеральных солей.
Список литературы
1. “Ботаника”- В.Г. Хржановский; С.Ф. Пономаренко
2. “Ботаника”- О.А. Коровкин
3. “Ботаника”- Г.П. Яковлев; В.А. Челомбитько
4. “Практикум по цитологии”- Ю.С. Ченцов
5. “Ботаника: Морфология и анатомия растений”- А.Е.Васильев, Н.С. Воронин, А.Г. Еленевский, Т.И. Серебрякова, Н.И. Шорина
6. “Особенности растительной клетки: Учебно-методическое пособие”-Воротников В.П., Чкалов А.В основные представления симбиотической теории происхождения пластид и митохондрий
7. “Фотосинтез и биосфера”- В.В. Климов
8. “Введение в клеточную биологию”- Ю.С. Ченцов
11. “Трансформация энергии в хлоропластах — энергообразующих органеллах растительной клетки”- А.Н. Тихонов
12. “Цитология”- Н.С. Стволинская
13. “Практикум по цитологии растений” — З.П. Паушева
15. “Биология клетки: общая цитология” — А.А. Заварзин; А.Д. Харазова; М.Н. Молитвин
16. Wikipedia.org
Приложение 1
Строение пластид.
Приложение 2
Взаимопревращение пластид
Приложение 3. Состав Почв
Приложение 4.
Виды почв и их характеристика
Глинозем. Различная плотность обусловлена высоким содержанием глинистых частиц. В результате вода застаивается на поверхности глинозема, количество пор невелико. Такое вещество легко склеить, вы будете весить по сравнению с другими типами почв. Сколоченный из глинозема шар держит свою форму и не поддается разрушению. Его восстановить сложно.
Суглинок. Преобладание глинистых частиц, разбавленных значительной долей песка. Более рыхлый, чем глинозем, глинистый суглинок обладает отличной водостойкостью, содержит приемлемое количество времени. Хорошо подходит для садоводства. Землю легко лепить в виде шара,но под действием внешних сил, которые рассыпаются.
Песчаник. Концентрация частиц песка означает повышенную текучесть и проницаемость. Структура обеспечивает слабую поддержку для корней и помогает поддерживать стабильную питательную среду. Зажатый в руке мир не может образовать комок и раскалывается.
Супесь. Преимущество частиц песка уменьшается с увеличением присутствия глины. Благодаря более вязкой структуре проницаемость супеси ниже, чем у песчаника – питательные вещества и удерживаемая влага лучше. Ком земли после сжатия может временно сохранять свою форму. Пригодность для сельского хозяйства хорошая.
Классификация органических состоит из: бурых и красных почв; серозема; чернозема.
Коричневая почва. Также называется лес, образуется на участках с густым ростом лиственных деревьев-дубов, буков, ясеней. Основным источником органического вещества здесь являются сухие листья.
Серозем. Земля степных полупустынных зон. Формирование гумусового слоя происходит за счет отмерших стеблей травянистых растений, осоки, мятлика, ячменя.
Чернозем. Формируется в результате длительного накопления органического вещества на богатой травянистой луговой растительности равнин. Погодные условия, в которых происходит образование плесени, и сама земля представляют собой отличные предпосылки для выращивания.
Приложение 5
Показатели кислотности почв
|
водородный показатель |
Степень кислотности почвы |
|
4,5 |
Сильнокислая почва |
|
4.5 — 5.0 |
Среднекислые почвы |
|
5.1 — 5.5 |
Слабокислая почва |
|
5,6 – 6,0 |
Близко к нейтральной |
|
6,1 – 7,0 |
Нейтральная почва |
|
7,1 |
Щелочные почвы |
Приложение 5
Содержание ионов в водной вытяжке.
|
№ образца |
Ионы |
Кислотность рН |
Органические вещества |
||
|
СО32− |
SO42− |
Fe2+, , Fe3+ |
|||
|
Образец № 1 |
3 |
1 |
1 |
7-8 |
0,5 г |
|
Образец № 2 |
1 |
3 |
2 |
7-8 |
0,1 |
|
Образец № 3 |
2 |
1 |
1 |
7-8 |
0,2 |
1 балл – минимальное содержание
2 балла – среднее содержание
3 балла– большое содержание
Приложение 6 .
Критерии плодородности почв
В большинстве ситуаций почва плодородна, если:
ее толщина достаточна для роста корней и поглощения воды;
проницаемость почвы способствует осушению избыточной влаги и доступу воздуха к корням;
содержание органического вещества поддерживает структуру почвы и образование почвенного раствора;
кислотность почвы (рН) находится в пределах 5,5 – 7;
достигается необходимая концентрация питательных веществ растений, доступных для поглощения формы;
существует целый ряд микроорганизмов, поддерживающих рост растений
Приложение 7
.Фотоматериалы выполнения различных этапов работы
Приготовление вытяжки
Определение содержания ионов
Просмотров работы: 59
Лист традесканции под микроскопом — Ogorod.guru
Эпидермис листа традесканции виргинской (Tradescantia virginica)
Для приготовления препарата надо с помощью препаровальной иглы и пинцета оторвать с нижней стороны листа элодеи кусочек бесцветной прозрачной кожицы (эпидермис), поместить его на предметное стекло в каплю воды или слабого сахарного раствора наружной стороной вверх, накрыть покровным стеклом и рассмотреть под микроскопом. На препарате можно рассмотреть клетки двух типов: бесцветные, плотно соединенные друг с другом паренхимные и расположенные среди них попарно зеленые клетки бобовидной формы, образующие устьица (рис. 6).
Рис. 6. Эпидермис традесканции: 1 – пора в клеточной стенке; 2 – кристалл щавелевокислого кальция; 3 – лейкопласты; 4 – ядро; 5 – хлоропласты; 6 – цитоплазма; 7 – замыкающие клетки устьица (увеличение 20 X 40)
В бесцветных клетках эпидермиса заметен постенный слой цитоплазмы, очень крупная вакуоля кое-где пересечена отдельными цитоплазматическими тяжами. В некоторых клетках видны игольчатые кристаллы щавелевокислого кальция – рафиды. Вокруг ядра располагаются мелкие бесцветные шарики – лейкопласты. Клетки плотно прилегают друг к другу. Кое-где стенки между клетками имеют четкообразное строение: тонкие места оболочки (поры) чередуются с более утолщенными.
На препарате каждое устьице выглядит как щель, окруженная с двух сторон бобовидными клетками с многочисленными хлоропластами, в которых иногда видна гранулярная структура. Устьичная щель может быть раскрытой (при этом осуществляется газообмен и испарение воды) или закрытой. Раскрытие и закрытие устьичной щели вызывается изменением формы замыкающих клеток, клеточные стенки которых утолщены неравномерно. При содержании в замыкающих клетках большого количества воды (тургорное состояние) тонкие участки оболочки растягиваются, клетки изгибаются и открывают устьичную щель. При недостатке влаги клетки спадаются и щель закрывается.
В работе устьиц важная роль принадлежит хлоропластам. Замыкающие клетки могут открывать устьица, насасывая воду из окружающих клеток эпидермиса (от мякоти листа их отделяет воздушная полость). Но насасывать воду они могут лишь в том случае, если концентрация сахаров в их клеточном соке выше, чем у окружающих клеток (стр. 9). А это достигается благодаря тому, что крахмал в хлорофилловых зернах превращается в сахар. В бесцветных клетках эпидермиса этот процесс происходить не может.
Наличие крахмала в хлоропластах замыкающих клеток устьиц доказывается йодной реакцией. При этом в этих клетках становятся отчетливо видимыми ядра.
На постоянном окрашенном препарате из эпидермиса традесканции почти во всех клетках хорошо видны многочисленные хондриосомы (рис. 7), которые легко отличить от более крупных шарообразных лейкопластов.
Рис. 7. Клетка эпидермиса традесканции: 1 – ядро; 2 – лейкопласты; 3 – хондриосомы (фиксации по Рего; окраска железным гематоксилином; увеличение 20 X 40 и 20 X 90)
1. Какую функцию выполняет покровная ткань?
Покровная ткань выполняет защитную и регулирующую функции:
- покровная ткань защищает растение от воздействия окружающей среды;
- покровная ткань регулирует поглощение растением влаги и газов, а также выделение растением различных веществ.
2. Какие особенности строения имеют клетки покровной ткани?
Для того, чтобы покровная ткань успешно выполняла свои функции её клетки имеют ряд особенностей:
- оболочка клеток покровной ткани обычно значительно толще, чем у обычных клеток;
- клетки покровной ткани очень плотно прилегают друг к другу, а межклетники отсутствуют;
- в покровных тканях образуются специальные клетки — устьица, которые позволяют растениям сообщаться с внешней средой: поглощать и выводить различные вещества.
3. Какую функцию выполняют и где расположены клетки основной ткани?
Основная ткань растения предназначена для запасания и синтеза различных веществ, в том числе и питательных. Обычно этот вид ткани занимает всё пространство между проводящими, механическими и покровными тканями.
4. Что такое межклетники?
Пространства, которые возникают в тканях при разрушении, разъединении или отмирании части клеток, называют межклетники. Наличие таких свободных пространств позволяет улучшить газовый обмен как с окружающей средой, так и между клетками.
Лабораторные работыЛабораторная работа: Строение кожицы листа
1. Возьмите кусочек листа кливии (амариллиса, пеларгонии, традесканции), надломите его и осторожно снимите с нижней стороны небольшой участок тонкой прозрачной кожицы. Приготовьте препарат так же, как препарат кожицы чешуи лука. Рассмотрите под микроскопом. (Можно использовать готовые препараты кожицы листа.)
Рассмотрим под микроскопом кусочек листа традесканции:
2. Найдите бесцветные клетки кожицы. Рассмотрите их форму и строение. На какие уже известные вам клетки они похожи?
Бесцветные клетки кожицы — это клетки неправильной формы плотно прилегающие друг к другу. Практически все пространство этих клеток занято прозрачной вакуолью с клеточным соком, а ядро оттеснено к оболочке клетки.
Бесцветные клетки кожицы листа традесканции похожи на бесцветные клетки чешуи лука. У них такое же строение, но немного другая форма.
3. Найдите устьичные клетки. Чем они отличаются от других клеток кожицы лука?
Устьичные клетки — это две замыкающие клетки, между которыми находится щель.
В отличие от других клеток кожицы лука в цитоплазме устьичных клеток находятся зелёные пластиды, которые называются хлоропласты.
4. Зарисуйте кожицу лука под микроскопом. Отдельно зарисуйте устьице. Сделайте подписи на рисунках.
Клетка кожицы лука (вверху) и устьице кожицы листа (внизу)
5. Сделайте вывод о значении кожицы листа.
Кожица листа — один из видов покровной ткани растения. Кожица предохраняет внутренние части листа от повреждений и от высыхания.
Лабораторная работа: Клеточное строение листа
1. Изучите готовые микропрепараты среза листа. Найдите клетки верхней и нижней кожицы, устьица.
Рассмотрим срез листа камелии
2. Рассмотрите клетки мякоти листа. Какую форму они имеют? Как расположены?
В верхней части внутренности листа клетки похожи на столбики, плотно прижатые друг у другу — это столбчатая ткань листа. В цитоплазме этих клеток особенно много хлоропластов.
В нижней части мякоти листа расположены более округлые клетки, неплотно прилегающие друг к другу — это губчатая ткань листа. В этих клетках хлоропластов меньше, а пространство между клетками заполнено воздухом.
3. Найдите на микропрепарате межклетники. Каково их значение?
Межклетники находятся в нижней губчатой ткани мякоти листа. Это пространство между клетками ткани, заполненное воздухом. Межклетники необходимы растениям для улучшения газообмена между клетками листа и окружающей средой. Кроме того в межклетниках могут находиться различные продукты выделительных тканей: эфирные масла, смолы и т.д.
4. Найдите проводящие пучки листа. Какими клетками они образованы? Какие функции выполняют? Сравните микропрепараты с рисунком учебника.
Проводящие пучки листа — это дилки листа, состоящие из сосудов, ситовидных трубок и волокон.
- волокна придают листу прочность;
- сосуды проводят воду и растворённые в ней минеральные вещества;
- по ситовидным трубкам продвигаются растворы органических веществ.
5. Зарисуйте поперечный срез листа и сделайте подписи.
Вопросы в конце параграфа1. Какие клетки образуют листовую пластинку?
Листовую пластину образуют три типа клеток:
- клетки кожицы листа — покровная ткань;
- клетки мякоти листа — основная ткань;
- клетки жилки (проводящего пучка) листа — проводящая ткань.
2. Какое значение имеет кожица листа? Клетками какой ткани она образована?
Кожица листа предохраняют лист от повреждения и высыхания, а также обеспечивает проникновение в лист воздуха и испарение воды. Кожица образована из клеток покровной ткани.
3. Что такое устьица и где они расположены?
Устьица — это специальные клетки кожицы листа. Они образованы двумя парами замыкающих клеток, между которыми находится устьичная щель. Устьичная щель может находиться в закрытом состоянии либо в открытом. Через открытую щель в лист растения попадает воздух, а из листа испаряется вода.
Обычно устьица расположены на нижней стороне листовой пластины, но у водных растений устьица находятся только на верхней стороне листа.
4. Какое строение имеют клетки мякоти листа? К какому типу тканей они относятся?
Мякоть листа состоит из клеток двух типов ткани: столбчатой ткани и губчатой ткани.
Столбчатая ткань образована двумя-тремя рядами одинаковых по величине и вытянутых по форме клеток — столбиков. Они плотно прилегают друг к другу и не имеют межклеточного пространства. В цитоплазме клеток столбчатой ткани находится огромное количество хлоропластов.
Губчатая ткань мякоти листа состоит из округлых клеток или клеток неправильной формы. Они неплотно прилегают друг к другу и содержат значительно меньше хлоропластов, чем столбчатая ткань. Межклетники губчатой ткани заполнены воздухом.
И столбчатая, и губчатая ткань мякоти листа относятся к основной ткани растения.
5. В каких клетках листа особенно много хлоропластов?
Самое большое количество хлоропластов находится в столбчатой ткани мякоти листа.
ПодумайтеКакую функцию выполняют проводящие пучки листа? Клетками каких тканей они образованы?
Проводящие пучки выполняют несколько функций:
- придают листу прочность — за это отвечают волокна проводящего пучка;
- транспортируют воду и растворённые в ней минеральные вещества — за это отвечают сосуды проводящего пучка;
- проводят растворы органических веществ — за отвечают ситовидные трубки проводящего пучка.
Проводящий пучок состоит из механических и проводящих тканей.
Задания1. Поместите две луковицы в банки с водой так, чтобы вода касалась их основания. Одну банку поставьте в тёмное место, а другую — в освещённое. Наблюдайте за ростом листьев. Как они различаются? Почему? Результаты наблюдений обсудите в классе.
Луковица, которую выращивали в освещенном месте, более развита:
- стебли в 2,5 раза длиннее, чем стебли у растения, выращенного в темноте;
- корневая система мощнее примерно в 10 раз, чем корневая систем у растения, выращенного в темноте.
Луковица, выращенная на свету, развита лучше потому, что любому растению для роста нужен свет. Если же растение ощущает недостаток солнечного света, то развиваться оно будет медленнее или вовсе зачахнет.
2. Изучите таблицу «Число устьиц у разных растений на 1 мм² поверхности листа». Проанализируйте число и расположение устьиц на верхней и нижней поверхности листьев у разных растений. Сделайте вывод и обсудите его с учащимися класса.
Основная часть устьиц большинства растений находятся на кожице нижней стороны листа. Причём у дуба, яблони и сливы, произрастающих во влажных и умеренно влажных местах, на верхней стороне листовой пластины устьиц нет вообще.
У растений произрастающих в недостаточно влажных местах (пшеница, овес, очиток, молодило) имеется достаточное количество устьиц и на нижней, и на верхней стороне листовой пластины. Причём, чем в более сухом месте они произрастают, тем больше устьиц находится на верхней стороне листа.
У растений плавающих на поверхности воды (кувшинка) устьиц на нижней стороне листа практически нет, но их очень много на верхней стороне листа.
- растения, произрастающие во влажных местах имеют большее количество устьиц на каждом квадратном сантиметре листа, чем растения произрастающие в местах с недостаточным увлажнением;
- у растений произрастающих в очень сухих местах количество устьиц на верхней и нижней стороне листа практически равно;
- у растений, растущих на поверхности воды практически все устьица расположены на верхней стороне листа.
3. Учёные установили, что чем больше загрязнён воздух, тем меньше число устьиц. У листьев, собранных с деревьев, растущих в пригородах, где воздух относительно чистый, на единицу поверхности листа приходится в 10 раз больше устьиц, чем у листьев деревьев сильно загрязнённых промышленных районов. Какой вывод из этого можно сделать?
Все растения чутко приспосабливаются к условиям внешней среды в которых они произрастают. Поскольку поглощение грязного воздуха вредно не только для людей, но и для растений, то они сокращают количество устьиц и, тем самым, меньше поглощают вредных веществ из окружающей среды.
Число устьиц у разных растений на 1 мм² поверхности листа
Презентация была опубликована 4 года назад пользователемРоман Самылкин
Похожие презентации
Презентация на тему: » Лабораторная работа. Изучение устьиц и замыкающих клеток. Свежие листья Традесканции, микроскоп, предметные и покровные стекла, пинцет, бритвы, капельницы,» — Транскрипт:
1 Лабораторная работа. Изучение устьиц и замыкающих клеток. Свежие листья Традесканции, микроскоп, предметные и покровные стекла, пинцет, бритвы, капельницы, 10%-ный раствор соли.
2 Методика. 1. Разорвали лист под углом, держа его нижней поверхностью вверх. Во время этой операции удалили части нижнего эпидермиса, выглядевший в виде узкой, бесцветной каймы вдоль отрезанного края. Отрезали маленький фрагмент этого бесцветного слоя и сразу положили его в каплю воды на предметное стекло, не допуская высыхания этого фрагмента. Положили на него покровное стекло. Рассмотрели препарат при разном увеличении.
3 2. Удалили нижний эпидермис с листа растения, которое было на ярком свету. Положили кусочек эпидермиса в каплю воды и исследовали при большом увеличении. Положили кусочек фильтрованной бумаги на один край покровного стекла, чтобы удалить воду. Добавили каплю 10% раствора соли на противоположный край покровного стекла. По мере того как раствор соли потек под покровное стекло, проследили за изменением замыкающих клеток. Методика.
4 Открытие и закрытие устьиц регулируется изменениями тургорного давления (давление воды изнутри на клеточную стенку) в замыкающих клетках. Открывание устьиц происходит, когда в замыкающих клетках в процессе фотосинтеза активно накапливаются растворенные вещества (главным образом, моносахара, например, глюкоза), что приводит к увеличению осмотического давления в клетке и поступлению воды в замыкающие клетки и последующему увеличению тургорного давления (большего, чем в соседних клетках). При повышении тургорного давления обращенные наружу стенки замыкающих клеток выпячиваются. Это вызывает искривление и внутренних стенок, в результате чего они отходят друг от друга и между ними образуется щель. При уменьшении тургорного давления (уменьшение растворенных веществ в клетках устьиц и выход из них воды) эластичные внутренние стенки восстанавливают свою первоначальную форму и устьица закрываются. Механизм изменений тургорного давления весьма сложен и зависит от нескольких слагаемых: он связан с образованием в клетках глюкозы и других осмотически активных веществ, растворенных в воде; с изменением градиента водного потенциала, зависящего от переноса ионов (главным образом К+) и анионов (хлорида и малата) через клеточную мембрану; также зависит от микроструктуры оболочек замыкающих клеток. При открывании устьиц углекислота поступает в лист и создает предпосылки для фотосинтеза. В отсутствие света фотосинтез в замыкающих клетках прекращается (как и во всех других), тургорное давление снижается и устьица закрываются. При недостатке поступления воды в растение устьица тоже закрываются, сберегая таким образом то небольшое количество влаги, которое доступно растению. Устьице Замыкающие клетки Околоустьичные клетки Хлоропласты
Оцените статью: Поделитесь с друзьями!Мезофилл — обзор | ScienceDirect Topics
8.3B Площадь мезофилла
Площадь клеточных стенок мезофилла, через которую может диффундировать CO 2 , значительно больше площади поверхности листа (рис. 1-2 и 8-4). Для эффекта сужения, вызываемого устьицами, мы использовали Ast / A — долю площади поверхности листа, которая занята устьичными порами. Здесь мы будем использовать соотношение Эймса / А, чтобы указать увеличение площади, доступной для диффузии СО2 в клетки внутри листа по сравнению с площадью поверхности листа, где Эймс — это общая площадь клеточных стенок клеток мезофилла, которая подвергается межклеточному воздействию. воздушные пространства, а А — площадь одной стороны того же листа.Более удобно, Ames / A может относиться к внутренней ( A mes ) и внешней ( A ) области части листа, которую исследуют под микроскопом.
Хотя Ames / A варьируется в зависимости от вида растений, а также от развития листьев, для мезофитов он обычно составляет от 10 до 40 (Björkman, 1981; Nobel and Walker, 1985). Мы можем оценить большие значения Ames / A, изучив рисунки 1-2, 8-4 и 8-7, которые показывают, что огромное количество площади клеточной стенки подвергается воздействию воздуха внутри листа; например, палисадный мезофилл обычно содержит от 15% до 40% воздуха по объему, а губчатый мезофилл — от 40% до 60% воздуха.Хотя губчатая область мезофилла обычно имеет большую объемную долю воздуха, палисадная область обычно имеет большую общую площадь клеточной стенки мезофилла, открытую для межклеточных воздушных пространств. Ксерофиты, как правило, имеют более развитую палисадную область, чем мезофиты (в некоторых случаях губчатые клетки мезофилла даже отсутствуют у ксерофитов), что приводит к значениям от 20 до 50 для Эймса / А многих ксерофитов.
Чтобы оценить величину Эймса / А, мы рассмотрим некоторые геометрические идеализации.Сначала рассмотрим сферу, плотно заключенную в куб (рис. 8-9). Пусть радиус сферы равен r , поэтому сторона куба равна 2 r . Проецирование сферы площадью 4 πr 2 на одну грань куба площадью 2 r × 2 r указывает на соотношение площадей (4 πr 2 ) / (4 r 2 ) или π . Это соотношение площадей не зависит от размера куба или сферы; то есть слой мрамора, покрывающий пол комнаты, имеет такую же площадь поверхности на единицу площади пола, что и слой футбольных мячей, покрывающий пол!
Рисунок 8-9.Геометрическая конструкция, показывающая, что площадь сферы, проектируемой на площадь нижележащего квадрата, равна (4πr2) / (4r2), что равно π независимо от размера сферы.
Давайте теперь рассмотрим модель, более подходящую для слоев клеток мезофилла в листе. В частности, для одного слоя однородных сфер в ортогональном массиве Ames / A — это площадь n сфер, деленная на площадь n квадратов, на которые они проецируются, или n 4πr2 / [( n2r × 2r)], что снова равно π .Следовательно, три слоя сферических ячеек в плотно упакованном ортогональном массиве имеют площадь поверхности на единицу площади проекции или Эймса / А, равную 3 π , что составляет 9,4 (рис. 8-10a). Если радиус сфер был уменьшен вдвое, но толщина массива осталась неизменной, что позволило получить вдвое больше слоев сфер, то Эймс / А удвоится до 6 π или 18,8 (рис. 8-10a по сравнению с рис. 8-10b. ). Для более реалистичного представления листа мы рассмотрим лист с одним палисадным слоем, имеющим цилиндрические ячейки с двумя полусферическими концами, боковые стенки которых в 6 раз больше радиуса (общая длина ячейки 8 r ), плюс два слоя сферической губчатой ткани. ячеек (рис.8-10в). Ames / A — это площадь двух полусферических концов плюс боковые стенки палисадных ячеек плюс площадь двух губчатых ячеек (2 π , рис. 8.10c):
Рис. 8-10. Представления клеток мезофилла, показывающие, как геометрия влияет на Эймса / А. Сферы или цилиндры с полусферическими концами в ортогональном (прямоугольном) массиве ведут к указанному Ames / A. Длина боковых стенок ячеек «частокол» на панели c в шесть раз превышает радиус r .
[(2) (2πr2) + (2πr) (6r)] / (4r2) + 2π = 6π
, что также равно 18.8; Две трети этой площади составляют частоколы. Более того, три четверти открытой площади клеточной стенки палисадных ячеек в этом идеализированном представлении приходится на их боковые стенки.
Относительно большая площадь, вносимая боковыми стенками длиной l , типична, поскольку общая площадь боковой поверхности цилиндра (2 πrl ) обычно больше, чем площадь его двух полусферических концов (4 πr 2 ), потому что l обычно больше 2 r для таких палисадных ячеек, т.е.g., 2 r может составлять от 20 мкм до 40 мкм, тогда как l составляет от 30 мкм до 100 мкм для типичных палисадных клеток. Когда такие цилиндры упаковываются вместе, образуя слой палисадных ячеек, почти вся площадь поверхности боковых стенок оказывается открытой для межклеточных воздушных пространств. Эта площадь боковой поверхности и большая часть площади обоих концов палисадной ячейки доступны для внутренней диффузии CO 2 . Таким образом, вопреки распространенному впечатлению при изучении опубликованных микрофотографий или непосредственном просмотре относительно толстых срезов листа, почти вся площадь клеточных стенок клеток мезофилла подвергается воздействию межклеточных воздушных пространств и, таким образом, доступна для внутренней диффузии CO . 2 .
Уровень освещения, при котором развивается лист, может сильно повлиять на анатомию его области мезофилла. Развитие в темной или затененной среде может привести к теневому листу , а дифференциация при умеренном и сильном освещении может привести к солнечному листу (рис. 7-11). Помимо того, что солнечные листья меньше по площади, солнечные листья обычно толще и имеют более высокое соотношение палисадных и губчатых клеток мезофилла, чем тенистые листья на том же растении. Причем палисадные ячейки солнечных листьев обычно длиннее (больше л, цилиндров).Следовательно, Ames / A может быть в два-четыре раза выше для солнечных листьев, чем для теневых листьев того же растения. Например, выращивание Plectranthus parviflorus при низких уровнях освещения [фотосинтетический фотонный поток (PPF) 20 мкмоль м -2 с -1 в течение 12-часовых дней] приводит к получению тонких листьев с коэффициентом Эймса / А, равным 11. , тогда как относительно высокие уровни света (PPF 800 мкмоль м -2 с -1 ) приводят к получению толстых листьев с Ames / A, равным 50 (Nobel et al., 1975). Столбчатая природа палисадных клеток и их обилие в солнечных листьях, развивающихся при высоких уровнях освещения, вызывают внутренние отражения, которые позволяют свету проникать дальше в лист (Vogelmann, 1993).
Хотя свет обычно имеет наибольшее влияние, на Ames / A также могут влиять изменения других факторов окружающей среды во время развития листьев (Nobel and Walker, 1985). Например, более высокие температуры обычно вызывают меньшие клетки и увеличивают Ames / A до 40%. Уменьшение размера клеток обычно сопровождает водный стресс, но влияние на Эймса / А варьируется в зависимости от вида, от отсутствия изменений до увеличения на 50% Эймса / А. Более высокая соленость во время развития листьев обычно приводит к получению более толстых листьев, что может сопровождаться соответствующим увеличением размеров клеток во всех направлениях без изменения Эймса / А или иногда увеличением Эймса / А.
Несколько увеличенных хлоропластов менее эффективны в фотосинтезе, чем большая популяция мелких хлоропластов у Arabidopsis thaliana
Растительный материал
A. thaliana L. (Heynh) мутанты N16472 ( arc 12 ) и N284 ( arc 8 ) и их фоновые линии N60000 (Col-08) и N1601 (Ws-2), соответственно, были получены из Европейский фондовый центр арабидопсиса (NASC, http://arabidopsis.info/) (Таблица 1).Семена инкубировали при 4 ° C в течение 2 дней, затем высевали в горшки, заполненные субстратом, содержащим торф, перлит и вермикулит (2: 1: 1 об. / Об.) 36 . Горшки с пластиковыми поддонами для дополнительного орошения помещали в камеру для выращивания в контролируемых условиях (фотопериод 8:16 ч, 23:19 ° C день: ночная температура, свет 350 ± 47 мкмоль м −2 с −1 и относительная влажность 78 ± 13%). При необходимости растения поливали. Через 4 недели после прорастания в каждый горшок один раз в неделю добавляли 50 мл раствора Хогланда половинной концентрации 37 .Через девять недель после прорастания растения использовали для последующих измерений.
Измерения газообмена и флуоресценции хлорофилла
Портативная система фотосинтеза, оснащенная встроенной камерой флуоресценции (LI-6400XT; LI-COR Inc., Линкольн, штат Нью-Йорк, США), использовалась для получения одновременных измерений газообмена листьев и флуоресценции хлорофилла. . Чтобы свести к минимуму влияние положения листа и возраста листа, измерения проводились на новых и полностью распустившихся листьях. Фотосинтез инициировался при температуре листа 23 ° C, дефиците давления паров между листьями (VPD), равным 1.1 ± 0,3 кПа, плотность фотосинтетического фотопотока (PPFD) 300 мкмоль м −2 с −1 с 10% синим светом и концентрация CO 2 400 мкмоль моль −1 с CO 2 смесь. После уравновешивания до установившегося состояния параметры газообмена, установившаяся флуоресценция ( F с ) и максимальной флуоресценции ( F м ’) были зарегистрированы с светонасыщающим импульсом 8000 мкмоль м −2 с −1 .Фактическая фотохимическая эффективность фотосинтетической системы II (Φ PSII ) была рассчитана как:
$$ {{\ rm {\ Phi}}} _ {{\ rm {PSII}}} = ({F} _ {{ \ rm {m}}} \ mbox {‘} — {F} _ {{\ rm {s}}}) / {F} _ {{\ rm {m}}} \ mbox {‘} $$
(1)
J был рассчитан как:
$$ J = {{\ rm {\ Phi}}} _ {{\ rm {PSII}}} \ times {\ rm {PPFD}} \ times {\ rm {\ alpha}} \ times {\ rm {\ beta}} $$
(2)
где α — поглощение листьев, а β — коэффициент распределения поглощенных квантов между фотосистемами I и II.Произведение α и β определяли по наклону линейной корреляции между квантовой эффективностью поглощения валового CO 2 (Φ CO2 ) и 1/4Φ PSII , которая была получена путем одновременного измерения газообмена листа и флуоресценция хлорофилла при различной интенсивности света в нефото респираторных условиях (<2% O 2 ). Восемь мертвых листьев использовались для оценки эффектов утечки камеры, как описано в нашем предыдущем исследовании 22 .{\ ast} (J + 8 (A + {R} _ {{\ rm {d}}}))} {J-4 (A + {R} _ {{\ rm {d}}})} $$
(3)
$$ {g} _ {{\ rm {m}}} = \ frac {A} {{C} _ {{\ rm {i}}} — {C} _ {{\ rm {c}}} } $$
(4)
В данном исследовании для оценки Γ * использовался метод Лайска и R д . Вкратце, A / C Кривые и были измерены при трех условиях освещения (50, 100 и 200 мкмоль · м −2 с −1 ) 38 .{\ ast} + \ frac {{R} _ {{\ rm {d}}}} {{g} _ {{\ rm {m}}}} $$
(5)
В этом исследовании также были измерены кривые светового отклика и кривые отклика CO 2 в условиях окружающей среды O 2 . Концентрация CO 2 для кривых светового отклика была установлена как 400 мкмоль моль -1 , а PPFD были установлены для серии 700, 500, 300, 200, 150, 100, 50 и 0 мкмоль м — 2 с −1 .Условия освещения для кривых отклика CO 2 были установлены как 300 мкмоль · м −2 с −1 с 10% синим светом, а концентрации CO 2 в эталонной камере были установлены для серии из 400 , 200, 150, 100, 50, 400, 600, 800 и 1000 мкмоль моль -1 . Расчет г м также было проведено с использованием метода Ethier & Livingston (2004) с использованием кривых отклика CO 2 , которые основаны на измерениях газообмена, с корректировкой модели Farquhar 17 для извлечения в сочетании с V c, max и g м .В текущем исследовании общая диффузионная проводимость CO 2 была рассчитана как: г т = 1 / (1/ г с + 1/ г м ), а г м Использовано значений из метода переменной J .
Содержание хлорофилла и N в листьях
Что касается содержания хлорофилла, ткани листьев были собраны с использованием круглого штампа, который дает 0.Листовые диски диаметром 5 см. Затем хлорофилл экстрагировали из листовых дисков, используя 95% (об. / Об.) Этанол (аналитически чистый, Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd), и концентрацию экстрагированного хлорофилла измеряли с помощью спектрофотометра (UV2102, Unico, Шанхай, Китай). 23 . Для измерения содержания азота в листьях после фото-сканирования листья сушили в печи при 80 ° C до постоянного веса. Высушенные образцы гидролизовали методом микро-Кьельдаля, а затем измеряли концентрации N с использованием дискретного анализатора влажной химии (SmartChem® 200, AMS-Westco, Рим, Италия).Площадь листа определяли с использованием программного обеспечения Image-J (Wayne Rasband / NIH, Bethesda, MD, USA), и массу листа на площадь (LMA) рассчитывали как отношение сухой массы листа к площади листа.
Содержание Rubisco
Концентрация Rubisco была измерена с помощью электрофореза в полиакриламидном геле с додецилсульфатом натрия (SDS – PAGE) 22, 23 . Ткань листа собирали с помощью круглого пробойника и погружали в жидкий N. Образцы измельчали в жидком N и гомогенизировали с буфером для экстракции, содержащим 50 мМ трис-HCl (pH 8.0), 5 мМ β-меркаптоэтанола и 12,5% глицерина (об. / Об.). После центрифугирования при 1500 g в течение 15 мин при 4 ° C супернатанты смешивали с буфером для экстракции, содержащим 2,0% (мас. / Об.) Раствор SDS, 4% (об. / Об.) Β-меркаптоэтанола и 10% (об. / Об.) ) глицерин. Затем раствор сразу кипятили на водяной бане в течение 1 мин. Образцы загружали на гель SDS-PAGE, содержащий 4% (мас. / Об.) Стекирующего геля и 12,5% (мас. / Об.) Разделяющего геля. После электрофореза (DYY-11, Beijing Liuyi Instrument Factory, Пекин, Китай) гели несколько раз промывали деионизированной водой перед окрашиванием в 0.25% раствор для окрашивания кумасси синим в течение 9 часов, а затем обесцвечивают до тех пор, пока фон не станет бесцветным. И большие, и маленькие субъединицы переносили в кювету на 10 мл, содержащую 2 мл формамида, и инкубировали на водяной бане при 50 ° C в течение 8 часов. Поглощение промытого раствора измеряли при 595 нм (Infinite M200, Tecan U.S., Inc., Männedorf, Швейцария) с использованием фонового геля в качестве холостого опыта и бычьего сывороточного альбумина (BSA) в качестве стандарта белка.
Микроскопический анализ
После измерений газообмена пять маленьких пластинок примерно 1.2 × 4,0 мм были немедленно удалены из секции листа внутри камеры с помощью бритвенного лезвия, стараясь не попасть в средние жилки. Листовые диски пропитывали в вакуумной камере (DZF-6050, Shanghai Hasuc Co. Ltd, Шанхай, Китай) с фиксатором 2,5% глутарового альдегида в 0,1 М фосфатном буфере (pH = 7,6) при 4 ° C, а затем образцы хранились при 4 ° C до анализа. Образцы были вырезаны с использованием полностью автоматизированного роторного микротома (Leica RM2265, Leica Microsystems, Милтон-Кейнс, Великобритания) и исследованы при 100-кратном увеличении с помощью светового микроскопа Olympus IX71 (Olympus Optical, Токио, Япония) после окрашивания 1% (масс. / Масс.) v) толуидиновый синий O в 1% (мас. / об.) Na 2 B 4 O 7 .Просвечивающие изображения получали с использованием просвечивающего электронного микроскопа H-7650 (Hitachi-Science and Technology, Токио, Япония). Как с помощью светового, так и электронного микроскопа были измерены три растения каждого генотипа.
Как описано Evans et al . 39 , общая площадь поперечного сечения тканей мезофилла ( S mes ) и области межклеточного воздушного пространства ( S иас ) и ширину анализируемого поперечного сечения листа ( L ) на изображениях светового микроскопа, общую длину клеточной стенки мезофилла, экспонированной в межклеточном воздушном пространстве ( l м ) на изображениях, полученных с помощью светового и электронного микроскопа, общая длина хлоропластов, соприкасающихся с плазматической мембраной, прижатой к межклеточному воздушному пространству ( l c ), а толщина стенки ячейки ( T cw ), цитоплазма ( T cyt ) и стромы хлоропластов ( T str ) в электронных микроскопах измеряли с использованием программного обеспечения Image J (Национальный институт здравоохранения, Бетесда, Мэриленд, США).Объемная доля межклеточного воздушного пространства ( ф ias ) был рассчитан как:
$$ {f} _ {{\ rm {ias}}} = \ frac {{{\ rm {S}}} _ {{\ rm {ias}}}} { {{\ rm {S}}} _ {{\ rm {mes}}}} $$
(6)
S м и S c были рассчитаны следующим образом:
$$ S = \ frac {l} {L} \ times F $$
(7)
, где S равно S м или S c , л это л м или л c , а F — коэффициент коррекции кривизны.Чтобы преобразовать длину в поперечных сечениях в площадь поверхности, F был измерен и рассчитан для каждого генотипа, как описано Thain 39 для губчатых и палисадных клеток. Коэффициент коррекции кривизны варьировал от 0,95 до 1,04 для губчатых клеток и от 1,18 до 1,35 для палисадных клеток. Не было существенной разницы между поправочными коэффициентами, полученными для S . c и S м 40 .
Проводимость мезофилла смоделирована на основе анатомических характеристик
С г м На влияют анатомические особенности листа, были разработаны модели, основанные на анатомических и физических параметрах. В этих моделях обычно г м было оценено путем деления коэффициента диффузии каждого отдельного компонента вдоль пути диффузии 26, 32 . Первая, г м разделен по газовой фазе между подустьичными полостями и внешней поверхностью клеточных стенок ( г ias ), а также проводимость жидкой фазы между внешней поверхностью клеточных стенок и местом карбоксилирования в строме хлоропласта ( г liq ):
$$ {{\ rm {g}}} _ {{\ rm {m}}} = \ frac {1} {\ frac {1} {{g} _ {{\ rm { ias}}}} + \ frac {R {T} _ {{\ rm {k}}}} {H \ cdot {g} _ {{\ rm {liq}}}}} $$
(8)
где R — газовая постоянная, T k — абсолютная температура, а H — постоянная Генри.
г иас рассчитан на основе f ias и длину диффузионного пути в газовой фазе (∆ L ias ), который, как предполагается, составляет половину толщины мезофилла:
$$ {g} _ {{\ rm {ias}}} = \ frac {{D} _ {{\ rm {a}}} \ cdot {f} _ {{\ rm {ias}}}} {{\ rm {\ Delta}} {L} _ {{\ rm {ias}}} \ cdot {\ rm {\ varsigma}}} $ $
(9)
где D a (m 2 s −1 ) — коэффициент диффузии CO 2 в газовой фазе (1.51 × 10 −5 при 25 ° C), а ς — извилистость диффузионного пути ( −1 мм), которая была зафиксирована на уровне 1,57, как и в предыдущих исследованиях 26, 32 .
г liq рассчитывается как сумма последовательного сопротивления диффузии ( r ):
$$ {g} _ {{\ rm {liq}}} = \ frac {1} {\ sum \ frac {1} { {g} _ {{\ rm {i}}}}} \ cdot {S} _ {{\ rm {c}}} $$
(10)
где г i — это проводимость клеточной стенки, плазмалеммы, цитозоля, оболочки хлоропласта или стромы хлоропласта.Проводимость данного компонента пути диффузии можно рассчитать как:
$$ {g} _ {{\ rm {i}}} = \ frac {{D} _ {{\ rm {w}}} \ cdot {p} _ {{\ rm {i}}} \ cdot {\ gamma} _ {{\ rm {i}}}} {{\ rm {\ Delta}} {L} _ {{\ rm {i }}}} $$
(11)
где D w — коэффициент диффузии водной фазы для CO 2 , p i — эффективная пористость, которая изменяется в зависимости от толщины стенки ячейки, ∆ L i — это длина диффузионного пути, которая обычно представлена толщиной компонента, а γ i — безразмерный коэффициент, учитывающий уменьшение диффузионной проводимости в цитозоле и в стоме по сравнению со свободной диффузией в воде.Поскольку структурные параметры плазматической мембраны и оболочки хлоропласта невозможно оценить по изображениям, полученным с помощью светового или электронного микроскопа, оценка проводимости плазматической мембраны составляет 0,0035 м / с −1 ( г пл ) и проводимости оболочки хлоропласта ( г en ) использовались в качестве предыдущих исследований 26 .
Количественный анализ ограничений фотосинтеза
Относительные фотосинтетические ограничения, включая устьичные ( l с ), мезофилл ( л с ) и биохимический ( л b ) относительные ограничения были рассчитаны в соответствии с Грасси и Маньяни 41 .
$$ {l} _ {{\ rm {s}}} = \ frac {{g} _ {{\ rm {t}}} / {g} _ {{\ rm {s}}} \ cdot \ partial A / \ partial {C} _ {{\ rm {c}}}} {{g} _ {{\ rm {t}}} + \ partial A / \ partial {C} _ {{\ rm { c}}}} $$
(12)
$$ {l} _ {{\ rm {m}}} = \ frac {{g} _ {{\ rm {t}}} / {g} _ {m} \ cdot \ partial A / \ partial { C} _ {c}} {{g} _ {{\ rm {t}}} + \ partial A / \ partial {C} _ {{\ rm {c}}}} $$
(13)
$$ {l} _ {{\ rm {b}}} = \ frac {{g} _ {{\ rm {t}}}} {{g} _ {{\ rm {t}}} + \ частичный A / \ partial {C} _ {{\ rm {c}}}} $$
(14)
Чтобы оценить влияние количества и размера хлоропластов на изменения фотосинтетических ограничений у каждого экотипа, относительные ограничения были связаны с общими изменениями в A :
$$ \ frac {dA} {A} = {L} _ { s} + {L} _ {m} + {L} _ {b} = \ frac {d {g} _ {s}} {{g} _ {s}} {l} _ {s} + \ frac {d {g} _ {m}} {{g} _ {m}} {l} _ {m} + \ frac {d {V} _ {cmax}} {{V} _ {cmax}} {l } _ {b} $$
(15)
где L с , л м и длина b — это дробное ограничение уменьшения в A , вызванное снижением устьичной проводимости, проводимости мезофилла и биохимии, соответственно.В текущем исследовании параметры фотосинтеза у двух диких типов были определены как эталоны. г м значений по методу Харли и V В расчетах использовались cmax из кривых A-Cc.
Количественный анализ ограничений проводимости мезофилла
Для количественной оценки основных структурных ограничений г м , аналогичный анализ Tosens et al . 32 и Томас и др. . 26 . В данном исследовании газовая фаза и структурные компоненты г м ( г и ) были оценены по формулам 8–11. Ограничение газовой фазы г м ( л ias ) был рассчитан как:
$$ {l} _ {{\ rm {ias}}} = \ frac {{g} _ {{\ rm {m}}}}} {{g} _ {{ \ rm {ias}}}} $$
(16)
Ограничение структурных составляющих фазовых проводимостей ячеек ( l i ) оценивается как:
$$ {l} _ {{\ rm {i}}} = \ frac {{g} _ {{\ rm {m}}}}} {{g} _ {{ \ rm {t}}} \ cdot {S} _ {c}} $$
(17)
с л i представляет собой ограничение клеточной стенкой, плазмалеммой, цитозолем, оболочкой хлоропласта и стромой.Ограничение, накладываемое каждым сотовым компонентом, было увеличено до S . с .
Статистический анализ
Односторонний анализ ANOVA использовался для проверки различий в измеренных признаках (в таблицах) между предполагаемыми генотипами. Все анализы были выполнены в R версии 3.3.1 (https://cran.r-project.org).
Рост и развитие растений
Фотосинтез, дыхание и транспирация — три основные функции, которые стимулируют рост и развитие растений (рис. 24).Все три необходимы для выживания растения. То, насколько хорошо растение может регулировать эти функции, сильно влияет на его способность конкурировать и воспроизводиться.
Фотосинтез
Одно из основных различий между растениями и животными — это способность растений производить себе пищу. Этот процесс называется фотосинтез , что буквально означает «соединить вместе со светом». Для производства пищи растению требуется энергия солнца, углекислый газ из воздуха и вода из почвы.Во время фотосинтеза он расщепляет углекислый газ на углерод и кислород, добавляет воду и образует углеводы (крахмалы и сахара). Кислород — это побочный продукт.
Формулу фотосинтеза можно записать так:
Углекислый газ + вода + солнечный свет = сахар + кислород или 6 CO 2 + 6 H 2 0 + энергия => C 6 H 12 0 6 + 6 0 2
После производства углеводов растение либо использует их в качестве энергии, либо накапливает их, либо превращает в сложные энергетические соединения, такие как масла и белки.Все эти пищевые продукты называются фотосинтезаторами . Растение использует их, когда свет ограничен, или переносит их к своим корням или развивающимся плодам.
Фотосинтез происходит только в слоях мезофилла листьев растений и, в некоторых случаях, в клетках мезофилла в стволе. Клетки мезофилла зажаты между верхним и нижним эпидермисом листа и содержат многочисленные хлоропластов , где происходит фотосинтез. Хлоропласты невероятно маленькие.Один квадратный миллиметр, размер точки на странице, будет содержать 400 000 хлоропластов.
Хлорофилл , пигмент, делающий листья зелеными, содержится в хлоропластах. Он отвечает за улавливание световой энергии от солнца. Часто хлоропласты располагаются перпендикулярно падающим солнечным лучам, поэтому они могут поглощать максимум солнечного света. Если какие-либо ингредиенты для фотосинтеза — свет, вода и углекислый газ — отсутствуют, фотосинтез прекращается. Если какой-либо фактор отсутствует длительное время, растение погибнет.Каждый из этих факторов описан ниже.
Свет
Фотосинтез зависит от наличия света. Как правило, с увеличением интенсивности солнечного света увеличивается и фотосинтез. Однако для каждого вида растений существует максимальный уровень интенсивности света, выше которого фотосинтез не увеличивается. Многие садовые культуры, такие как помидоры, лучше всего реагируют на максимальное количество солнечного света. Производство томатов резко снижается по мере снижения интенсивности света, и только несколько сортов томатов дают плоды при минимальном солнечном свете.
Вода
Вода — одно из сырьевых материалов для фотосинтеза. Он попадает в растение корнями и продвигается вверх через ксилему.
Двуокись углерода
Для фотосинтеза также требуется углекислый газ (CO 2 ), который поступает в растение через устьица (рис. 25). У большинства растений фотосинтез колеблется в течение дня, когда устьица открываются и закрываются. Обычно они открываются утром, закрываются в полдень, снова открываются во второй половине дня и закрываются вечером.
Углекислый газ содержится в большом количестве в воздухе, поэтому он не является ограничивающим фактором для роста растений. Однако он быстро потребляется во время фотосинтеза и очень медленно пополняется в атмосфере. Плотно закрытые теплицы могут не пропускать достаточное количество наружного воздуха и, следовательно, могут не иметь достаточного количества углекислого газа для роста растений. Генераторы углекислого газа используются для выработки CO 2 в коммерческих теплицах для выращивания таких культур, как розы, гвоздики и томаты. В небольших домашних теплицах сухой лед является эффективным источником CO 2 .
Температура
Температура важна, хотя и не является прямым компонентом фотосинтеза. Фотосинтез происходит с максимальной скоростью между 65 ° и 85 ° F и уменьшается при повышении или понижении температуры.
Дыхание
Углеводы, образующиеся во время фотосинтеза, имеют ценность для растений, когда они превращаются в энергию. Эта энергия используется для роста клеток и строительства новых тканей. Химический процесс, с помощью которого сахар и крахмал преобразуются в энергию, называется окислением и похож на сжигание древесины или угля для получения тепла.Контролируемое окисление в живой клетке называется дыханием и выражается следующим уравнением:
C 6 H 12 O 6 + 6 O 2 => 6 CO 2 + 6 H 2 O + Energy
Это уравнение по существу противоположно фотосинтезу. Фотосинтез — это строительный процесс, а дыхание — это разрушающий процесс.
| Фотосинтез | Дыхание | |
|---|---|---|
| Продукты питания | производит продукты питания | употребляет пищу |
| Энергия | накапливает энергию | выделяет энергию |
| Вода | использует воду | производит воду |
| Двуокись углерода | использует диоксид углерода | производит диоксид углерода |
| Кислород | выделяет кислород | использует кислород |
| Легкий | происходит при солнечном свете | встречается как в темноте, так и на свету |
В отличие от фотосинтеза, дыхание не зависит от света, поэтому оно происходит как днем, так и ночью.Дыхание происходит во всех формах жизни и во всех клетках.
Транспирация
Когда замыкающие клетки листа сжимаются, устьица раскрываются, и вода теряется. Этот процесс называется транспирацией . В свою очередь, через растение от корней проходит больше воды. Скорость транспирации напрямую зависит от того, открыты или закрыты устьицы. Устьица занимают только 1 процент поверхности листа, но 90 процентов выделяемой воды.
Транспирация — это необходимый процесс, в котором используется около 90 процентов воды, поступающей в корни растений.Остальные 10 процентов используются в химических реакциях и в тканях растений. Транспирация отвечает за несколько вещей:
- Транспортировка минералов из почвы по всему растению.
- Охлаждение растений испарением.
- Перемещение сахаров и растительных химикатов.
- Поддержание тургорного давления.
Количество и скорость потери воды зависит от таких факторов, как температура, влажность, ветер или движение воздуха. Транспирация часто бывает наибольшей в жаркую, сухую (низкая относительная влажность) и ветреную погоду.
Акт уравновешивания
Чтобы растение могло расти и развиваться должным образом, оно должно уравновешивать фотосинтез, дыхание и транспирацию. Предоставленные самим себе, растения хорошо справляются с этим сложным балансом. Если растение фотосинтезирует с высокой скоростью, но скорость его дыхания недостаточно высока для разрушения производимых фотосинтатов, фотосинтез либо замедлится, либо остановится. С другой стороны, если дыхание происходит намного быстрее, чем фотосинтез, у растения не будет достаточного количества фотосинтатов для выработки энергии для роста.Следовательно, рост либо замедлится, либо вообще остановится.
При открытых устьицах происходит транспирация, иногда с очень высокой скоростью. Кукуруза может пропускать 50 галлонов воды за сезон, но большое дерево может перемещать 100 галлонов воды в день! У растений возникают проблемы, если они теряют слишком много воды, поэтому устьица закрываются в жаркие и засушливые периоды, когда транспирация наиболее высока. Однако CO 2 , необходимый для фотосинтеза, также попадает в растения через открытые устьицы. Таким образом, если устьица остаются закрытыми в течение длительного времени, чтобы остановить потерю воды, недостаточно CO 2 поступит для фотосинтеза.В результате фотосинтез и дыхание замедлятся, что, в свою очередь, замедлит рост растений.
Многие травянистые растения производят много высокоэнергетических масел, которые помогают им выжить в засушливых ландшафтах, где они развивались. Эти масла помогают им пережить длительные периоды закрытия устьиц.
Молекулярные выражения Биология клетки: структура клетки растений
Хлоропласты
Одной из наиболее широко известных и важных характеристик растений является их способность проводить фотосинтез , по сути, производить себе пищу путем преобразования энергии света в химическую энергию.Этот процесс происходит почти у всех видов растений и осуществляется в специализированных органеллах, известных как хлоропласты. Все зеленые структуры растений, включая стебли и незрелые плоды, содержат хлоропласты, но большая часть активности фотосинтеза у большинства растений происходит в листьях. В среднем плотность хлоропластов на поверхности листа составляет около полутора миллионов на квадратный миллиметр.
Хлоропласты являются одним из нескольких различных типов пластид , органелл растительных клеток, которые участвуют в хранении энергии и синтезе метаболических материалов.Например, бесцветные лейкопласты участвуют в синтезе крахмала, масел и белков. Хромопласты желто-красного цвета производят каротиноиды, а хлоропласты зеленого цвета содержат пигменты хлорофилл а и хлорофилл b, которые способны поглощать световую энергию, необходимую для фотосинтеза. Все пластиды развиваются из крошечных органелл, обнаруженных в незрелых клетках меристем растений (недифференцированной растительной ткани), называемых пропластидами , и все пластиды определенного вида растений содержат копии одного и того же кольцевого генома.Различия между различными типами пластид основаны на потребностях дифференцированных клеток, в которых они содержатся, на которые могут влиять условия окружающей среды, такие как свет или темнота, окружающие лист по мере его роста.
Хлоропласт эллипсоидной формы заключен в двойную мембрану, а область между двумя слоями, составляющими мембрану, называется межмембранным пространством . Внешний слой двойной мембраны намного более проницаем, чем внутренний слой, в который встроен ряд транспортных белков мембраны.Хлоропластная мембрана окружена стромой , полужидким материалом, который содержит растворенные ферменты и составляет большую часть объема хлоропласта. Поскольку, как и митохондрии, хлоропласты обладают собственными геномами (ДНК), строма содержит ДНК хлоропластов, а также специальные рибосомы и РНК. У высших растений пластинок , внутренние мембраны со стопками (каждая из которых называется гранум ) закрытых полых дисков, называемых тилакоидами , также обычно рассредоточены по всей строме.Считается, что многочисленные тилакоиды в каждой стопке связаны своими просветами (внутренними пространствами).
Свет распространяется в виде пакетов энергии, называемых фотонами, и в этой форме поглощается поглощающими свет молекулами хлорофилла, встроенными в диски тилакоидов. Когда эти молекулы хлорофилла поглощают фотоны, они испускают электроны, которые они получают из воды (процесс, который приводит к выделению кислорода в качестве побочного продукта). Движение электронов заставляет ионы водорода перемещаться через мембрану, окружающую тилакоидную стопку, что, следовательно, инициирует образование электрохимического градиента, который стимулирует производство стромой аденозинтрифосфата ( ATP ).АТФ — это химическая энергетическая «валюта» клетки, которая обеспечивает метаболическую активность клетки. В строме происходят независимые от света реакции фотосинтеза, которые включают фиксацию углерода, и низкоэнергетический углекислый газ превращается в высокоэнергетическое соединение, такое как глюкоза.
Клетки растений примечательны тем, что у них есть две органеллы, специализирующиеся на производстве энергии: хлоропласты, которые вырабатывают энергию посредством фотосинтеза, и митохондрии, которые вырабатывают энергию посредством дыхания, что особенно важно при отсутствии света.Подобно митохондрии, хлоропласт отличается от большинства других органелл, потому что он имеет собственную ДНК и воспроизводится независимо от клетки, в которой он находится; очевидный случай эндосимбиоза. Ученые предполагают, что миллионы лет назад маленькие, свободноживущие прокариоты были поглощены, но не потреблены более крупными прокариотами, возможно, потому, что они были способны противостоять пищеварительным ферментам поглощающего организма. Согласно данным ДНК, эукариотические организмы, которые позже стали растениями, вероятно, таким образом добавили фотосинтетический путь, приобретя фотосинтетические бактерии в качестве эндосимбионтов.
Согласно этой гипотезе, два организма со временем развили симбиотические отношения: более крупный организм обеспечивает меньший организм достаточным количеством питательных веществ, а более мелкий организм обеспечивает молекулы АТФ более крупным. В конце концов, более крупный организм превратился в эукариотическую клетку, а более мелкий организм — в хлоропласт. Тем не менее, хлоропласты продолжают проявлять ряд прокариотических свойств. Их ДНК круглая, как у прокариот, а их рибосомы и методы воспроизводства (бинарное деление) больше похожи на таковые у прокариот.
НАЗАД К СТРУКТУРЕ ЯЧЕЙКИ ЗАВОДА
Вопросы или комментарии? Отправить нам письмо.
© 1995-2021, автор — Майкл В. Дэвидсон и Государственный университет Флориды. Все права защищены. Никакие изображения, графика, программное обеспечение, сценарии или апплеты не могут быть воспроизведены или использованы каким-либо образом без разрешения правообладателей. Использование этого веб-сайта означает, что вы соглашаетесь со всеми юридическими положениями и условиями, изложенными владельцами.
Этот веб-сайт обслуживается нашим
Команда разработчиков графики и веб-программирования
в сотрудничестве с оптической микроскопией в Национальной лаборатории сильного магнитного поля
.
Последнее изменение: пятница, 13 ноября 2015 г., 14:18.
Счетчик доступа с 1 октября 2000 г .: 1433307
Микроскопы предоставлены:
Рост растений при повышенном содержании CO2 изменяет количество митохондрий и тонкую структуру хлоропластов
Abstract
С возрастающим интересом к эффектам надземных атмосферных CO 2 о росте растений и глобальном углеродном балансе, есть потребность в более глубоком понимании того, как растения реагируют на изменения в атмосферное парциальное давление CO 2 .Наши исследования показывают что повышенное содержание CO 2 приводит к значительному тонкоструктурному изменения в основных клеточных органеллах, которые кажутся важными компонент метаболических реакций растений на это глобальное изменение. Девять видов (представляющих семь семейств растений) в нескольких экспериментальные установки с разным дозированием CO 2 были изучены технологии. Рост повышенного содержания CO 2 увеличение количества митохондрий на единицу площади клетки в 1,3–2,4 раза количество в контрольных растениях, выращенных в более низких CO 2 и вызвали статистически значимое увеличение количества стромы хлоропластов (непрессованные) тилакоидные мембраны по сравнению с те, у кого меньше CO 2 обработок.Не было наблюдаемого изменение размеров митохондрий. Однако в отличие от CO 2 влияние на количество митохондрий, повышенное CO 2 способствовал снижению скорости массового темнового дыхание. Эти изменения могут отражать серьезный сдвиг в растении. метаболизм и энергетический баланс, которые могут помочь объяснить улучшение растений производительность в ответ на повышенный уровень CO в атмосфере 2 концентрации.
Обогащение углекислым газом глобальная атмосфера — одно из самых значительных экологических изменений произведенные индустриализацией в течение последних двух столетий, увеличивая парциальное давление CO 2 в атмосфере на 30% (1).В глобальном углеродном цикле фотосинтез и дыхание растений — это основные биологические процессы, связывающие неорганический углерод в атмосфере (CO 2 ) с органический углерод в биосфере. Это знание привело к широкому распространению интерес к более полному пониманию того, как эти физиологические реакции связаны с изменениями атмосферного CO 2 частичных давления. Кроме того, величина потоков углерода между атмосферы и биосферы в результате фотосинтеза и автотрофное дыхание очень велико (примерно 120 и 60 миллиардов метрических тонн в год соответственно) (2).Величины этих углеродных потоки настолько велики, что изменение всего на несколько процентов может объяснить за несовпадение известных источников и стоков углерода (2, 3). При атмосферном CO 2 парциальные давления продолжают подняться в результате человеческой деятельности, такой как ископаемое топливо сжигание и очистка земель (3), очень важно идентифицировать и количественно оценить биохимические, физиологические и экологические процессы, которые чувствительны к атмосферному CO 2 . Ясно, что эти процессы могут существенно повлиять на скорость и / или степень изменений в содержании CO 2 в атмосфере Земли, так как а также наши выводы относительно соответствующей будущей политики относительно выбросов парниковых газов.
Интегральное понимание реакции растений на усиление атмосферный CO 2 парциальное давление важно потому что как краткосрочные, так и долгосрочные фотосинтетические и респираторные была продемонстрирована реакция на повышенный уровень CO 2 (недавно рассмотрено в ссылках 4–9). Хотя информация из экосистема, сообщество, население, растения, лист, физиологические, биохимические и молекулярные шкалы существуют (например, ссылки 9–12), есть очень мало информации в масштабе тонкой клеточной структуры (например,грамм., исх. 13). Есть убедительные доказательства того, что повышенный CO 2 может повлиять на функцию хлоропластов. микроанатомия. Например, Norby et al. (9) сообщает, что выращиваемые в поле деревья, поддерживаемые при атмосферном CO 2 парциальное давление, которое на 30 Па выше, чем окружающее, на 60% выше скорость фотосинтеза на уровне листьев. Несмотря на обилие физиологических данных, существует очень мало информации о влиянии повышенных CO 2 парциальное давление на ультраструктуру фотосинтетический аппарат.То, что существует мало информации, предполагает что рост повышенного содержания CO 2 может изменить структура хлоропласта в первую очередь за счет накопления больших зерна крахмала (ссылки 14–18, но см. ссылку 19). Однако у нас есть только ограниченная информация о возможных изменениях в фотосинтетический аппарат, особенно грана и интерграна хлорофиллсодержащие мембраны.
Аналогичным образом было показано, что скорость потока углерода в дыхательных путях составляет чувствителен к окружающему CO 2 парциальное давление, оба увеличивается и уменьшается в зависимости от условий эксперимента и виды растений (8).Дыхание высших растений составляет половину глобальный поток углерода в дыхательных путях и массовая частота дыхания в C 3 растений (95% всех видов высших растений) склонны снижаться в среднем на 15% при выращивании растений вдвое атмосферное парциальное давление CO 2 (6, 20). Хотя активность некоторых респираторных ферментов подавляется непосредственно при воздействии повышенного CO 2 , ни точные механизмы, контролирующие эти реакции, ни их физиологические и экологические последствия полностью известны (6, 8, 17, 21).Удивительно, но несмотря на снижение потока углерода через дыхательные пути с повышенный CO 2 , количество митохондрий в клетки молодых (7-дневных) листьев пшеницы резко увеличение в первые несколько часов воздействия CO 2 (22).
Для изучения долгосрочных ультраструктурных изменений митохондрий и хлоропластов и физиологические реакции на рост повышенных CO 2 , мы собрали полностью развернутые листья из большое разнообразие видов растений (C 3 , травянистые и древесные растения) из нескольких исследовательских центров, представляющих четыре существенно разные технологии дозирования CO 2 .Два травянистых растения C 3 , соя [ Глицин max (L.) Merr.] и бархатный лист ( Abutilon theophrasti Medic.) Выращивали в камерах с контролируемой средой в двух отдельных эксперименты. Листья сосны лучистой [ Pinus radiata (D.) Дон], чужеродного хвойного дерева, были взяты из открытых камер в Нью-Йорке. Зеландия (23). Piper auritum (Kunth) и Epipremnum pinnatum [(L.) Engl.] были взяты из тропического леса. мезокосм в исследовательском центре Биосфера 2 (24).Четыре дерева виды были взяты из двух разных CO 2 установки по обогащению (FACE). У герцога Университетский объект FACE (Дарем, Северная Каролина), доминирующее дерево навес, лоблолли сосна ( Pinus taeda L.) и три подлеска, клен красный ( Acer rubrum L.), сладкая жевательная резинка ( Liquidambar styraciflua L.) и красный бутон ( Cercis canadensis L.) были выборка (25). L. styraciflua также была взята из Дуба. Риджская национальная лаборатория FACE, где она является доминирующей навес дерево.
Материалы и методы
Камеры роста.
Условия окружающей среды в камерах были 28 ° C днем, 17 ° C в ночное время, относительная влажность около 60%, 14 часов фотопериод с приблизительно 500 мкмоль м −2 с −1 фотосинтетически активной радиации на верхняя поверхность листа. Все растения ежедневно поливали деионизированным вода, и каждый горшок содержал 17 г удобрения с медленным высвобождением (8,2% аммиачного азота / 5.8% нитратный азот / 14% P 2 O 5 /14% K 2 O, Osmocote, Scotts – Sierra Horticultural Продактс компании, Мэрисвилл, Огайо). Два травянистых C 3 однолетние растения, соя [ G. max (L.) Merr.] И бархатный лист ( A. theophrasti Medic.) Были выращены в камерах с контролируемой средой в двух отдельных экспериментах. A. theophrasti выращивали при 36 Па. CO 2 (окружающий ток) или 73 Па CO 2 (надземный) и G.max было выращено при доиндустриальном парциальном давлении CO 2 (25 Па) и значительно повышенный CO 2 (100 Па).
Камеры с открытым верхом.
Наш экспериментальный центр был основан в Крайстчерче, Новая Зеландия. (43 ° 32 ′ ю.ш., 172 ° 42 ′ в.д.) и более подробно описано в (26). Шестнадцать круглых камер с открытым верхом (высота 3,6 м, диаметр 4,6 м) были заложены на недавно стабилизированной дюне Кайраки, не имеющей прямого дренирования. песок. CO 2 , подаваемый в камеры, был отделен от биогаза с помощью трехступенчатого процесса фильтрации на близлежащие очистные сооружения (27).Экспериментальный CO 2 обработок парциального давления отслеживалось и управляется автоматически и снабжается круглосуточно d −1 за всю жизнь дерева. В каждой камере было три дерева P. radiata .
Биосфера 2.
2000 м 2 мезокосм тропических лесов Биосферы 2 составляет 35000 м в объеме 2 (максимальная высота 28 м). Созданный для имитации климата экваториального тропического леса, это функциональная модель влажного тропического леса, включая новые и старые мировые виды (28, 29).В 1996 г., в течение 6 месяцев, предшествовавших отбор проб первого листа, средний CO 2 концентрация составила 83 ± 5,2 Па, а за предыдущие 5 лет концентрации были значительно выше 36 Па. Пиковая интенсивность света варьировалась сезонно от 800 до 1300 мкмоль м −2 с −1 , температура воздуха 24,6 ± 0,1 ° С, и относительная влажность составляла 79 ± 0,3%.
Пробы листьев были взяты в двух экземплярах в период повышенного CO 2 концентраций в 1996 году.Впоследствии как средства сравнения, недавно выросшие листья того же вида и на такие же места на заводах были взяты в 1999 году. В течение 6 месяцев до отбора проб в 1999 г. (период развития листа у нового пробы), атмосферное парциальное давление CO 2 в среднем 48 ± 1,1 Па. Наружный воздух, всасываемый в основном вентиляторы, произведшие это сокращение. Фотосинтетически активное излучение в тропический лес был постоянным, и во время второго периода отбора проб пиковая интенсивность варьировала от 800 до 1300 мкмоль. м −2 с −1 сезонно.Воздух температура в тропическом лесу составляла в среднем 25 ± 0,4 ° C, а суточная относительная влажность 87,4 ± 0,5%. Таким образом, каждое растение в Биосфере 2 служил отдельным контролем в этом исследовании временных рядов повышенных Концентрация CO 2 в тонкой структуре листа.
Из двух собранных видов P. auritum переходят из Подлесок сажать к небольшому деревцу, и Epipremnum строго подлесок растения. Мы выбрали P. auritum из числа доступных деревьев, потому что Piper имеет экономическое значение и имеет положительную реакцию роста растительного покрова на экспериментально повышенные концентрация CO в атмосфере 2 (30).Лоза, E. pinnatum , представляет собой контрастный травянистый подлесок. растение со значительным ростом побегов.
Duke Forest FACE Site.
Установка FACE — это хорошо зарекомендовавшая себя экспериментальная система, описанная более полно в другом месте (25, 31, 32), у 13-летней сосны лоблоловой ( P. taeda ) плантация в районе Пьемонта на севере Каролина (35 ° 97 ′ с.ш., 79 ° 09 ′ з.д.). Атмосферный CO 2 парциальное давление увеличивается на 20 Па выше окружающего воздуха (≈56 Па) в пределах экспериментального участка диаметром 30 м с использованием система вертикальных труб (с равномерно расположенными выходными портами вдоль длины), соединенного с круглой камерой статического давления, снабженной CO 2 газа строго регулируемым компьютерным система контроля.Близлежащие пункты управления эквивалентной конструкции и завода состав при атмосферном CO 2 уровни. Образцы листьев были отобраны в начале лета 1999 г., через 2 года после начало фумигации CO 2 . Образцы листьев в дубликаты были взяты на одинаковой высоте с каждого растения в экспериментальные и контрольные кольца. Растения были отобраны в месте сравнимая интенсивность света, измеренная квантовым датчиком (Модель LI-1776, Li-Cor, Lincoln, NE). Породы подлеска были среди более обильные саженцы на участке отбора проб и представляют роды в различные семейства (Aceraceae, Leguminosae и Hamamelidaceae), которые Широко распространены в широколиственных лесах умеренного пояса.
Oak Ridge FACE Site.
Этот участок был основан на 11-летней плантации сладкой жевательной резинки в Национальный парк экологических исследований Ок-Ридж, Ок-Ридж, Теннесси. Однолетние саженцы сладкой жевательной резинки высаживали в 1988 г. с межд. 2,3 м × 1,2 м на общей площади 1,7 га. В момент при отборе образцов, деревья сладкой жевательной резинки были в среднем высотой 15 м в закрытый полог с индексом листовой поверхности 6. Живой полог начался в 8 м от земли. Атмосферный CO 2 парциальное давление было увеличено на 20 Па выше окружающего (≈57 Па днем / 65 Па ночью) в пределах двух опытных площадок диаметром 25 м, окружая около 120 деревьев каждое, используя, по сути, одно и то же ЛИЦО технологии как сайт Duke FACE (25).CO 2 обогащение поддерживали в течение 24 ч −1 в период вегетации. Два соседних кольца управления одинакового размера использованные воздуходувки для поддержания атмосферного CO 2 частичное давление (≈37 Па днем / 45 Па ночью). Листья были взяты из каждое из четырех колец в конце лета 1999 г., во втором растущем сезон СО 2 фумигация. Были взяты образцы листьев на одинаковой высоте (около вершины навеса на полном солнце) от восьми деревья в каждой из двух обработок CO 2 (окружающий и повышенный).
Электронная микроскопия.
Дубликаты образцов листьев, взятых с одинаковой высоты и положения на контроль (нижний CO 2 ) и лечебный (повышенный CO 2 ) растений, были немедленно зафиксированы в глутаральдегид [2% (вес / объем) в 0,05 М калий-фосфатном буфере, pH = 7,2]. Образец был постфиксирован в фосфатно-буферном 2% растворе. (вес / объем) тетроксид осмия в течение 2 часов при 5 ° C, обезвоженный в ряд градуированного ацетона, внедренный в катализированный эпон (смола TAAB, Energy Beam Sciences, Agawan, MA), полимеризованный при 65 ° C и разделенный на Ультрамикротом Портера – Блюма МТ-2 (Ivan Sorvall, Inc., Норуолк, Коннектикут) оснащен алмазным ножом. Срезы собраны на меди. сетки, окрашенные цитратом свинца Рейнольдса и наблюдаемые с Просвечивающий электронный микроскоп Philips 201 (Эйнтховен, г. Нидерланды).
Случайная выборка электронных микрофотографий в просвете (10 на обработку) был взят как минимум из двух разных образцов листьев для каждого вида в каждая из экспериментальных и контрольных сред с помощью компьютерная таблица случайных чисел.Доля общего Объем хлоропласта, занятый тилакоидами стромы и граны, составлял определяется путем наложения сетки точек на электронную микрофотографию каждой пластиды и определение того, какая доля точек приходится на строма и грана тилакоиды соответственно по сравнению со всеми точками попадание в границы хлоропластов согласно стандарту стереологические методы (33). Среднее отношение тилакоидов стромы к тилакоиды граны, тилакоиды стромы на общую площадь хлоропластов и гран-тилакоидов к общей площади хлоропластов определяли для комбинированных данные из повторяющихся образцов листьев.Точно так же случайная выборка срезы тканей листа исследовали на просвечивающих электронных микрофотографиях. (10 на обработку) по крайней мере из двух разных образцов листьев для каждого видов в каждой из экспериментальных обработок для оценки количества митохондрий на клетку. Для каждой пары контрольных и повышенных CO 2 обработок, митохондрии были подсчитаны и выражается на 100 мкм 2 площади клетки, на основа количественного определения 50–250 клеток на вид. Потому что сравнительное количество митохондрий на единицу площади клетки имеет значение только если митохондрии одинакового размера, мы исследовали размеры митохондрии с низким CO 2 и высоким CO 2 условий обработки для каждого из экспериментальные режимы.Не менее 20 случайных выборок митохондрий на обработки были измерены с помощью просвечивающего электронного микроскопа. В Исследованы виды: G. max и A. theophrasti . (эксперименты с контролируемой климатической камерой), P. auritum (Биосфера 2 эксперименты) и P. radiata , P. taeda и L. styraciflua (эксперименты с кольцом FACE). В большая и малая оси митохондриальных профилей в ультратонких срезы были измерены и преобразованы в единицы площади квадратные микрометры.Односторонний t тестов средних разностей были получены с statview se + графическое компьютерное приложение (Abacus Concepts, Беркли, Калифорния).
Измерения кислородных электродов.
Измерения дыхания производились до фиксации в P. radiata с помощью жидкофазного кислородного электрода Кларка (Rank Brothers, Кембридж, Великобритания). В г. макс. и А. theophrasti , измерения кислородного электрода проводились на разных части того же листа перед сбором трансмиссии электронная микроскопия образцов.Потребление кислорода определяли в темноте. при 25 ° C в 20 мМ Mes буфере (pH 6,0), который был уравновешен в окружающий воздух. Пуансоны неповрежденных листьев и / или нарезанные иглы помещали в электродную кювету и регистрировали истощение кислорода. Все измерения были прекращены до 50% -ного истощения кислорода во избежание O 2 ограничение.
Газообменные измерения.
Проведены газообменные измерения углеродного обмена на куполе. доминанта L.styraciflua образцов из Oak Ridge National Лабораторная установка FACE перед образцом для просвечивающей электронной микроскопии коллекция. Измерения темнового дыхания проводились ночью в поле с помощью двух портативных систем фотосинтеза (Модель Li-6400, Ли-Кор). Листья помещали в герметичную кювету (ночной рост). CO 2 уровень 45 или 65 Па при 25 ° C и окружающей среде влажности) за 20 мин до нормы CO 2 эволюция была измерена. Отмеряли по девятнадцать листьев с каждого из две обработки CO 2 (атмосферный и повышенный) в течение последовательный 3-дневный период.На Duke FACE никаких измерений не проводилось. объект или в Биосфере 2.
Результаты
Хлоропласты.
Статистически значимая доля стромы (не подавленная) к гранам (прижатым) тилакоиды обнаружены у всех древесных пород. ( A. rubrum, C. canadensis, L. styraciflua, и P. auritum ), выращенные в атмосфере CO 2 по сравнению с концентрациями CO 2 в окружающей среде (Таблица 1), но не намного больше для подлесок виноградной лозы E.pinnatum . Отношение тилакоида граны к Общая площадь хлоропластов у исследованных видов варьировала. Не было значимые различия для A. rubrum, P. auritum, или С. canadensis . Однако соотношение тилакоидов граны к общая площадь хлоропластов L. styraciflua и E. pinnatum был ниже в образцах с повышенных CO 2 сред по сравнению с окружающей средой CO 2 сред, т.е. пропорционально больше стеков граны в образцах листьев из окружающей среды CO 2 -растущих растений, чем у выращенных растений при повышенном парциальном давлении CO 2 .Этот наблюдение согласуется с увеличением доли стромы тилакоиды, занимающие большую часть стромы хлоропластов у некоторых видов и сопутствующее снижение количества тилакоидов граны.
Таблица 1Хлоропласт Тонкая структура растений, выращиваемых на возвышенностях и окружающий атмосферный CO 2 парциальное давление
Важно отметить, что образцы из Биосферы 2 были получены от тех же растений в исследовании временных рядов.Таким образом, различия в хлоропласт тонкая структура листьев между приподнятыми и близкими к окружающей среде CO 2 парциальное атмосферное давление отражает изменения в листьях тех же растений с течением времени. Эти данные указывают на то, что после 6-месячного воздействия повышенных атмосферных CO 2 парциальное давление, растения тропических лесов адаптируется путем изменения ультраструктуры листьев в последующем появлении новых листьев разработан в атмосфере с низким содержанием CO 2 частичный давление. Кроме того, наблюдаемые ответы хлоропластов на рост повышенный CO 2 были стабильными, независимо от CO 2 технология дозирования.
Сравнительная тонкая структура пластид P. auritum (содержащие зерна крахмала), выращенные в приподнятом и окружающем CO 2 парциальное давление (рис. 1) иллюстрирует увеличение количества тилакоиды стромы в листьях растений в повышенном СО 2 . В целом повышенный CO 2 парциальное давление в Биосфере 2 и FACE кольцевая среда продуцировала повышенное количество тилакоидов стромы, но нет постоянного влияния на количество мембран гран или количество крахмальные зерна.В некоторых случаях в пластиды растений, исследованных в данном исследовании.
Рисунок 1Хлоропластов в P. auritum с тилакоидами стромы (стрелки) при выращивании при повышенном CO 2 атмосферном концентрации ( a ) и при окружающем CO 2 концентрации ( b ). (Бар = 0,5 мкм.)
Митохондрии.
Во всех случаях рост повышенного CO 2 частичный давление привело к увеличению количества митохондрий во всех растительные клетки измерены.Это увеличение всегда было очень значительным и колеблется от 1,3 раза в A. rubrum до 2,4 раза в P. auritum и L. styraciflua . Хотя эффект роста повышенного CO 2 был устойчивым, абсолютное количество митохондрий значительно различается у разных видов, от 0,3 на 100 мкм 2 общей площади ячеек в низком CO 2 — выращено A. theophrasti и A. rubrum до 2,9 на 100 мкм 2 площади клеток в высокий CO 2 -выращенный л.styraciflua (Таблица 2). Клетки P. radiata были более полигональными, чем другие виды, что затрудняло оценку общая площадь ячейки по геометрическим формулам. Следовательно, митохондриальная плотности выражали как количество на единицу площади выстилки цитоплазмы. стенки ячейки, измеренные на случайной выборке электронов микрофотография негативов. Аналогичным образом повышенный CO 2 выросло г. макс. клеток имели очень крупные зерна крахмала, искривленные. клеточной структуры, поэтому эти результаты также выражаются на единицу живая цитоплазма, чтобы исключить влияние крахмала накопление.Важно отметить, что размер индивидуального митохондрии с низким и высоким содержанием CO 2 лечения существенно не различались [ G. max ( т = 0,14, P = 0,9, df = 45), A. theophrasti ( т = 0,47, P = 0,6, df = 66), P. auritum ( т = 1,6, P = 0,1, df = 54), P. radiata ( т = 1,1, P = 0,3, df = 60), P. taeda ( т = 1.3, P = 0,19, df = 50), L. styraciflua ( т = 0,32, P = 0,8, df = 51)]. Следовательно, относительное количество количество митохондрий на единицу площади клетки отражает различия в количество митохондрий на единицу площади клетки.
Таблица 2Митохондриальный подсчет растений, выращенных на возвышенностях и окружающий атмосферный CO 2 парциальное давление
Дыхание тьмы.
Частота темнового дыхания в целом была ниже у повышенных CO 2 — выращенные растения по сравнению с окружающей средой CO 2 -растущих растений (Таблица 3).Частота дыхания листьев на основе массы были значительно снижены с 14 до 32% в повышенных CO 2 -растущие растения. Измерения по площади были довольно вариабелен, и только P. radiata и L. Styraciflua имел значительно более низкую частоту дыхания, снижая на 14 и 12%, соответственно, в повышенном CO 2 . В у всех других видов тенденция заключалась в снижении дыхания у повышенных CO 2 -растущие деревья.
Таблица 3Частота дыхания листьев растений, выращиваемых в условиях повышенного и окружающий атмосферный CO 2 парциальное давление
Обсуждение
Из девяти исследованных нами видов, представляющих семь растений семьи, собранные из нескольких разных хозяйств с альтернативные CO 2 -технологии дозирования, рост повышенное содержание CO 2 постоянно увеличивалось количество митохондрий на единицу площади клетки на 1.В 3–2,4 раза больше числа в контроле растения, выращенные в условиях пониженного CO 2 . Хотя точный контроль за определением клеточной плотности митохондрий не известно (34), общепризнано, что клетки с более высокой энергией требует большего количества митохондрий, потому что эта органелла обеспечивает большую часть АТФ, необходимого клеткам, за счет окислительного фосфорилирование (35, 36). В системах животных симморфоз гипотеза утверждает, что структура митохондрий, в том числе митохондриальная объем, оптимально спроектирован с учетом функциональных требований система (5, 35, 36).Для растительных систем подобной гипотезы не существует, тем не менее, растения, выращиваемые при повышенном CO 2 , как правило, имеют более высокие скорости фотосинтеза и более быстрый рост (5), что предполагает повышенный спрос на энергию, коррелирующий с наблюдаемым увеличением митохондриальное число. Кроме того, эти результаты показывают, что митохондриальный ответ на рост повышенного CO 2 может сохраняться в течение более длительных периодов времени, но с величина аналогична краткосрочной (7-дневной) реакции ранее сообщил (22).
Несмотря на наблюдаемое увеличение количества митохондрий, ночное время дыхание имело тенденцию к снижению как у наших растений, так и у измеряемых в другом месте (5, 6, 20), предполагая скорость производства АТФ через окислительное фосфорилирование уменьшилось. Может появиться респираторная находка несовместимо с предполагаемым увеличением спроса на энергию, связанным с наблюдается увеличение количества митохондрий. Однако Ван и др. al. (37) обнаружили, что ночное дыхание повышено. CO 2 — выращенный Xanthium strumarium снизился только через 69 дней роста в повышенных CO 2 , тогда как предыдущие измерения проводились на 38 и 47 дней обнаружено, что дыхание было больше или равно окружающему. CO 2 -растущие растения.Соответственно, возможно что количество митохондрий связано с предыдущим периодом высокого потребность в энергии в ночное время. Учитывались только неповрежденные конструктивно завершенные митохондрии, исключая те, которые были заключены в аутофагосомы, что указывало бы на то, что они стареют и перевариваются, или нефункциональный. Кроме того, Robertson et al. (22) отчет корреляции между повышенным CO 2 , митохондриальный число и комплекс 2-оксоглутаратдегидрогеназы и пируват дегидрогеназный комплекс молодых листьев пшеницы, указывающий на функциональные митохондрии.Наше наблюдение за снижением темпа ночного времени дыхание при повышенном CO 2 , скорее всего, результат прямого подавления активности двух митохондриальных ферменты, сукцинатдегидрогеназа и цитохром c оксидаза (7, 21).
Рост выбросов CO в атмосфере 2 частичный давление также увеличивало долю тилакоидных мембран стромы относительно мембран гран в листьях всех растений нашей изучение. Точно так же доля тилакоидных мембран стромы относительно общего объема хлоропластов измеренной породы деревьев увеличивается при выращивании в повышенном CO 2 .Как и в случае с изменилось количество митохондрий, эти изменения в хлоропласте структура может иметь значительные последствия для энергии на уровне листа баланс, потому что концентрация фотосистем I и II варьируется пространственно внутри мембран. Тилакоиды граны содержат в основном фотосистема II и система, выделяющая кислород, тогда как межграновая или тилакоиды стромы обогащены центрами фотосистемы I, где НАДФН произведено для снижения CO 2 и его включение в углеродные интермедиаты цикла Кальвина (напр.грамм., ссылки 38–40). Повышенное парциальное давление CO 2 приводит к более высокой чистой скорости фотосинтеза, увеличивая спрос на восстановитель для фиксации углерода. Без сопутствующего увеличения в доступной световой энергии, биохимических и физиологических поправках будет необходимо для продолжения удовлетворения спроса на энергию фотосинтез и, в более общем плане, клеточный метаболизм. Следовательно, значительное увеличение соотношения стромы к тилакоидам грана предполагает, что эти растения C 3 может компенсировать возросшую доступность CO 2 путем разработки тилакоидов интерграна до более эффективно связывать CO 2 в сахарных продуктах за счет увеличение производства энергии (восстановителя).Контрастное отсутствие существенные различия в соотношении тилакоидов стромы к общему количеству тилакоидов. область хлоропласта в E. pinnatum может частично отражать различия в содержании стромы. E. pinnatum имел очень мало строма, окружающая тилакоидную мембранную систему, в то время как другая виды имели значительную периферическую строму в большинстве хлоропластов. Кроме того, расположение тилакоидных мембран у E. pinnatum может быть адаптирован к энергетическим ограничениям условия низкой освещенности присутствуют в подлеске и могут иметь меньше пластичность реагировать на повышенный CO 2 .
Сообщалось о качественно схожих результатах тонкой структуры хлоропластов. для сахарной свеклы ( Beta vulgaris L.) в нормальных и повышенное парциальное давление CO 2 (41), хотя различия не были очень значимыми. Здесь мы нашли высоко существенные различия, которые частично могут быть отнесены к долгосрочным CO 2 период воздействия и более плотное количество intergrana thylakoids у нашего вида, что увеличивает размер выборки и статистическая мощность.Наши данные для растений из Биосферы 2 также указывают на пластичность листа при реагировании на изменения атмосферного CO 2 концентраций. Растения, отобранные в первом фаза (1996 г.) росла в течение многих месяцев в условиях повышенных атмосферных CO 2 и увеличенное количество стромы тилакоиды аналогичны высокому CO 2 — выращенному герцогу ЛИЦЕВОЕ КОЛЬЦЕВОЕ растение. Когда новые листья с тех же растений были взяты в 1999 г. после роста атмосферных уровней, близких к атмосферным. CO 2 , тилакоидная организация вернулась, напоминающие тонкую структуру листа растений в контрольных кольцах FACE.
Микроскопические и молекулярные доказательства показывают, что структура листа изменяется в ответ на изменения в переменных окружающей среды, таких как интенсивность света, температура и повышенный уровень CO 2 парциальное давление, хотя есть различия между видами (например, ссылки 16, 19, 22, 42 и 43). Наши выводы относительно вариаций в количество митохондрий и тонкая мембранная структура хлоропластов добавляют дополнительное свидетельство того, что рост растений повышен CO 2 парциальное давление может иметь заметное влияние на тонкая структура C 3 растений.Кроме того, если эти структурные изменения связаны с потребностью листьев в энергии, они могут помочь объяснить повышенную эффективность фотосинтеза в макромолекулярных уровень мембранной организации. Повышенная эффективность фотосинтеза возникающие из-за изменений кинетики Рубиско и эффективности улавливания света, о чем свидетельствует сопутствующее развитие мембран, продуцирующих НАДФН, может объяснить усиленную фиксацию углекислого газа и рост некоторых растения при воздействии повышенного содержания CO в атмосфере 2 концентрации.Несколько других доказательств подтверждают этот вывод; например, измерения флуоресценции хлорофилла из листьев C. canadensis и L. styraciflua деревьев, выращенных в повышенные кольца CO 2 Duke FACE указали на эти деревья увеличили скорость переноса электронов для поддержания баланса между карбоксилированием RuBP и регенерацией в цикле Кальвина (44).
Мы также предполагаем, что увеличение количества митохондрий в повышенный уровень CO 2 -растущих растений также является ответом на повышенная потребность в энергии в светлое время суток (45–48).Повысился фиксация углерода в растениях, выращиваемых при повышенном уровне CO 2 предполагает больше клеточной энергии и восстановитель используется в триозофосфате и производство крахмала, регенерация RuBP и транспорт сахара, возможно оставляя другие потребности клетки в энергии неудовлетворенными. Повышенный митохондриальный дыхание в течение дня могло соответствовать повышенной дневной энергии потребности в более быстрорастущих, более метаболически активных клетках и поэтому приходится увеличивать количество митохондрий. Ван et al. (37) сообщают, что дыхание листа на свету ( R L ) был значительно выше в X. strumarium растений, выращенных на высоте CO 2 по сравнению с окружающей средой CO 2 парциальное давление. Кроме того, соотношение R L до светонасыщенных скорость фотосинтеза была выше при повышенном CO 2 , но соотношение ночного дыхания и фотосинтеза не изменилось по CO 2 уровней. Подавленное светом дыхание листьев при обеих концентрациях CO 2 , но с меньшей степень для повышенного (17–24%), чем для окружающего (29–35%) CO 2 обработок, предположительно из-за повышенного CO 2 -растущие растения имели более высокий спрос на энергию и углеродные скелеты, чем окружающий CO 2 -растут растения.Другие доказательства подтверждают связь между дневной энергией. спрос и митохондриальное дыхание. Например, с помощью олигомицина для ингибирования митохондриальной АТФ-синтазы было показано, что фотосинтез сильно зависит от производства энергии митохондриями (45, 46). Кроме того, 25–50% окислительно-восстановительных эквивалентов, производимых на заводе митохондрии окисляются в другом месте клетки (49). Эти виды использования АТФ и восстановитель также будет влиять на энергетический заряд клеточного аденилата и соотношение АТФ / АДФ, которое, как считается, имеет первичный контроль над дыхание (7), и может дать ближайший сигнал для увеличения митохондриальный биогенез.Производство АТФ — не единственная функция митохондрии, и есть несколько других потенциальных связей между количество митохондрий, структура хлоропластов и их ответы на рост повышенного CO 2 парциальных давлений ( см. исх. 50). Связь с глиоксилатным циклом, фотодыхание, ассимиляция азота и окислительно-восстановительное состояние стромы могут быть задействованы.
Хотя многие респираторные реакции на рост растений повышены CO 2 незначительны и часто изменчивы, изменение количество митохондрий, представленное здесь, впечатляет и ясно.Более того, тогда как исследования на уровне листа предполагают несколько механизмов, которые регулируют общие фотосинтетические реакции, эти долгосрочные реакции могут быть модулируется генетическими, физиологическими, биохимическими и морфологическими черты растений и регулирующие их переменные окружающей среды (например, ссылки 4, 13, 51–53). Следовательно, предсказательное понимание долгосрочного фотосинтетического ответа на рост повышенных CO 2 парциальных давлений неуловимо. Таким образом Важно отметить, что изученные здесь растения, хотя из многих разные семьи, истории жизни, морфологии и среды обитания, все ответили одинаково ультраструктурно независимо от CO 2 -технология дозирования.Хотя точная причина из этих ответов неизвестно, есть основания предполагать, что потребности клеток в энергии могут увеличиваться, когда растения выращивают в CO 2 , особенно в светлое время суток. Ясно, что более полное понимание наблюдаемой реакции и его последствия для 60 гигатонн в год −1 углерод, который попадает в атмосферу Земли через дыхание растений, существенный.
Благодарности
Мы благодарим г-жуАрдису Томпсону за техническую помощь и за ведение экспериментов в камере роста растений, сотрудники FACE исследовательское подразделение в Университете Дьюка, Дарем, Северная Каролина, которое помогало в сбор и сохранение образцов листьев и персонал «Биосферы» 2. Особую признательность мы выражаем г-ну Эктору Маза-Кабазасу, г-ну Геррик Базен и г-н Джефф Пиппен, которые оказали помощь в сбор и сохранение образцов листьев. Работа поддержана в часть Национального научного фонда грантов IBN 9603940 К.L.G. а также INT 9515449 в D.T.T. и K.L.G., грант Фонда Паккарда DLP 998306 К.Л.Г. и O.R.A., контракт с Национальной лабораторией Ок-Ридж 19X-SZ279C к D.T.T., а также начальное финансирование Центра Колумбийского университета для Экологические исследования и охрана. Это Земля Ламонта-Доэрти. Вклад обсерватории № 6144.
Сноски
↵ † K.L.G. и О. внес равный вклад в эту статью.
↵ ‡ Кому следует обращаться с запросами на перепечатку.Электронная почта: griff {at} LDEO.columbia.edu.
Сокращение
- FACE,
- CO в свободном воздухе 2 обогащение
- Получено 18 октября 2000 г.
- Принято 26 декабря 2000 г.
- Copyright © 2001, Национальная академия наук
Синтетическое преобразование хлоропластов листьев в богатые каротиноидами пластиды раскрывают механистическую основу естественного развития хромопластов
Значение
Каротиноиды — это натуральные пигменты, свойства которых как провитамин А и полезные для здоровья фитонутриенты делают их идеальными мишенями для биофортификации.Здесь мы показываем, что пластиды, специализирующиеся на избыточном накоплении каротиноидов, называемые хромопластами, могут быть синтезированы в тканях растений, которые не развивают их естественным образом. Мы также демонстрируем, что дифференциация хромопластов от хлоропластов листьев не только вызывает, но и требует как снижения фотосинтетической активности, так и стимуляции биосинтеза каротиноидов в процессе, встроенном в основное перепрограммирование глобальной экспрессии генов и клеточного метаболизма. Синтетическая система, о которой мы здесь сообщаем, должна позволить повысить питательную ценность зеленых овощей и кормовых культур, когда их фотосинтетическая активность станет незаменимой (например,г., непосредственно перед уборкой).
Abstract
Пластиды, определяющие органеллы растительных клеток, претерпевают физиологические и морфологические изменения для выполнения различных биологических функций. В частности, дифференциация хлоропластов на хромопласты приводит к увеличению емкости для хранения каротиноидов с промышленной и пищевой ценностью, таких как бета-каротин (провитамин А). Здесь мы показываем, что синтетическое стимулирование всплеска продукции фитоена, первого коммитированного промежуточного соединения каротиноидного пути, вызывает искусственную дифференцировку хлоропластов в хромопласты в листьях.Избыточное производство фитоенов изначально препятствует фотосинтезу, действуя как механизм переключения пороговых значений метаболизма, который ослабляет идентичность хлоропластов. На втором этапе преобразование фитоена в нижележащие каротиноиды требуется для дифференциации хромопластов, процесса, который включает одновременное перепрограммирование экспрессии ядерных генов и морфологии пластид для улучшения хранения каротиноидов. Таким образом, мы демонстрируем, что потеря фотосинтетической способности и повышенное производство каротиноидов — это не просто последствия, но необходимость дифференциации хлоропластов в хромопласты.
Пластиды представляют собой группу морфологически и функционально разнообразных органелл растений, способных дифференцироваться от одного типа пластид к другому в ответ на стимулы развития и окружающей среды (1, 2). Такие пластидные преобразования необходимы для поддержания многих фундаментальных биологических процессов и в значительной степени способствуют специализации клеток в различных тканях растений. Среди различных типов пластид хромопласты имеют большое значение в природе и сельском хозяйстве из-за их способности накапливать высокие уровни каротиноидов, растительных пигментов изопреноидной природы, которые обеспечивают цвет в диапазоне от желтого до красного (3-5).Каротиноиды, такие как бета-каротин (провитамин А), являются полезными для здоровья питательными веществами, которые животные не могут синтезировать, но усваивают в своем рационе. Они также представляют собой соединения с добавленной стоимостью, широко используемые в косметической, фармацевтической, пищевой и кормовой промышленности в качестве натуральных пигментов и фитонутриентов (4, 6).
Хромопласты дифференцируются от ранее существовавших пластид, таких как пропластиды (т. Е. Недифференцированные пластиды), лейкопласты (т. Е. Неокрашенные пластиды в нефотосинтетических тканях) и хлоропласты (т. Е. Фотосинтетические пластиды).Хлоропласты превращаются в хромопласты во время развития многих цветов и плодов, но только некоторые виды растений дифференцируют хромопласты в листьях (1, 5). Цвет от желтого до красного, который некоторые листья приобретают по мере старения (например, осенью или когда они постоянно находятся в темноте), вызван тем, что каротиноиды хлоропластов становятся видимыми при разложении хлорофиллов. Однако этот процесс старения включает превращение хлоропластов не в хромопласты, а в пластиды совершенно другого типа, называемые геронтопластами (1, 2).
Наиболее заметные изменения во время дифференцировки хлоропластов в хромопласты — это реорганизация внутренних пластидных структур вместе с одновременной потерей фотосинтетической способности и чрезмерным накоплением каротиноидных пигментов (1–3, 5, 7, 8). Ремоделирование внутренних пластидных структур приводит к увеличению метаболической поглощающей способности, но также способствует биосинтезу каротиноидов. Контроль дифференциации хромопластов представляется очень многообещающей стратегией для улучшения питательных свойств и пользы для здоровья сельскохозяйственных культур (5–9).Известно, что общий процесс включает изменения в экспрессии генов (например, через ретроградную передачу сигналов от пластид к ядру), гормональную регуляцию, контроль качества белка и импорт пластидного белка (1, 3, 5). Однако на сегодняшний день идентифицировано очень мало индукторов развития хромопластов. Оранжевые (OR) шапероны являются одними из наиболее охарактеризованных, но они работают только в некоторых тканях, и конкретный механизм, с помощью которого они способствуют дифференцировке хромопластов, остается неясным (5). Таким образом, экспериментальные манипуляции с дифференцировкой хромопластов для фундаментальных исследований и биотехнологических приложений требуют гораздо лучшего понимания механизмов, регулирующих этот процесс.
Результаты
Бактериальный фермент crtB вызывает трансформацию хлоропластов листа в пластиды с элементами хромопласта.
Первым обязательным этапом каротиноидного пути является превращение геранилгеранилдифосфата (GGPP) в фитоен, катализируемое фитоенсинтазой (называемой PSY у растений и crtB у бактерий). Ранее мы обнаружили, что опосредованная вирусом экспрессия бактериального гена crtB в табаке ( Nicotiana tabacum и Nicotiana benthamiana ), томате ( Solanum lycopersicum ), Arabidopsis thaliana и некоторых других растениях вызвала пожелтение листьев из-за повышенного накопления окрашенных эндогенных каротиноидов ниже фитоена (10).Когда продуцирование crtB было оптимизировано с использованием подходящих вирусных векторов для конкретных хозяев-мишеней, интенсивный и широко распространенный желтый фенотип был достигнут в съедобных листьях, таких как листья салата ( Lactuca sativa ) (рис. 1 A ) и зеленых овощах, таких как как кабачки ( Cucurbita pepo ) (рис. 1 B ). Эти результаты демонстрируют потенциал этого подхода для повышения питательной ценности зеленых (т.е. содержащих хлоропластов) тканей растений, которые особенно устойчивы к обогащению каротиноидами.Для дальнейшего изучения механизма, лежащего в основе характерного желтого фенотипа тканей, экспрессирующих crtB , мы использовали просвечивающую электронную микроскопию (ПЭМ) для анализа ультраструктуры пластид в листьях растений N. tabacum и Arabidopsis , обработанных вирусными векторами, несущими crtB. . Желтые секторы в инфицированных листьях содержали пластиды с характерной ультраструктурой, которые отсутствовали в пустых векторных контролях (фиг. 2 A и B ).Очень похожие пластиды наблюдались, когда ген crtB временно экспрессировался из векторов, доставляемых Agrobacterium tumefaciens , в агроинфильтрованных листьях N. benthamiana (фиг. 2 C ). Эти пластиды были лишены организованных фотосинтетических тилакоидов и гран, обнаруженных в типичных хлоропластах, но содержали электронно-плотные (т. Е. Содержащие липиды) мембранные стеки, гораздо более плотно прижатые, чем граны (рис. 2 D ). Стеки были соединены чем-то вроде остатков тилакоидных мембран.Пластиды секторов crtB также обнаруживают пролиферацию небольших электронно-плотных круглых пузырьков, идентифицированных как пластоглобулы (рис. 2). Нарушение целостности тилакоидов и гран, а также пролиферация пластоглобул и новых мембранных систем — особенности, которые обычно наблюдаются, когда хлоропласты дифференцируются в хромопласты (3, 8, 11). Исследование с помощью ТЕМ инкубированных в темноте стареющих листьев N. benthamiana показало, что пластиды, обнаруженные в клетках, продуцирующих crtB, полностью отличаются от геронтопластов (рис.2 E ).
Рис. 1.Опосредованная вирусами продукция crtB вызывает пожелтение листьев из-за чрезмерного накопления каротиноидов. ( A ) Салат-латук через 12 дней после инокуляции (dpi) вектором, полученным из вируса мозаики салата crtB (LMV), или пустым контролем. ( B ) Цукини из растений с разрешением 14 dpi с вектором, производным от вируса желтой мозаики цукини (ZYMV) crtB , или пустым контролем. ( C ) Анализ каротиноидов и репрезентативные изображения с разрешением 14 dpi Arabidopsis (Col) WT и растений с двойными мутантами, выращиваемых в условиях короткого дня (8 часов слабого освещения и 16 часов темноты) в течение 2 недель (WT и ccd1) ccd4 ) или 5 недель ( atorl ), а затем инокулировали указанными вирусными векторами.График показывает среднее значение и стандартное отклонение n = 3 независимых выборки. Уровни каротиноидов представлены относительно уровней в образцах дикого типа, инокулированных пустым векторным контролем (TuMV). ( D ) Представитель Arabidopsis WT растений при 38 dpi.
Рис. 2.Хромопластоподобные пластиды развиваются из хлоропластов в листьях, продуцирующих crtB или версию этого фермента, нацеленную на пластиды. Показаны изображения ПЭМ репрезентативных пластид указанных видов и обработок. ( A ) Пластиды от N.tabacum собирали 10 dpi с TEVΔNIb (пустой вектор) или TEVΔNIb-crtB. ( B ) Пластиды из листьев A. thaliana (L er ) инокулировали TEV (пустой вектор) или TEV-crtB при 15 dpi. ( C ) Пластиды из листьев N. benthamiana агроинфильтровали указанными конструкциями и собирали при 5 dpi (первые четыре изображения) или 18 dpi ( Right ). ( D ) Увеличение пластид из листьев N. benthamiana агроинфильтровали с указанными конструкциями и собирали при 5 dpi.Грана отмечена буквой «g», стопки мембран — белыми стрелками, а пластоглобулы — серыми стрелками. ( E ) Геронтопласт из листьев N. benthamiana , собранных с растения и выдержанных в темноте в течение 10 дней (стареющий). ( F ) Иммуноблот-анализ пластидных белков в листьях, обработанных, как описано в A и C . Окрашивание кумасси синим (C-Blue) показано в качестве контроля загрузки. (Масштабные линейки, 1 мкм.)
Для дальнейшего подтверждения идентичности хромопластоподобных пластид, которые развивались в листьях, продуцирующих crtB, мы проанализировали хлоропластные и хромопластные маркерные белки с помощью иммуноблот-анализа (рис.2 Ф ). Опосредованная вирусом или A. tumefaciens экспрессия crtB в листьях N. tabacum или N. benthamiana , соответственно, приводила к повышению уровня фибриллина, белка, связанного с развитием хромопластов (12, 13). Напротив, уровни D1 (также известного как PsbA), основного компонента фотосистемы II (ФСII), который сильно подавляется во время дифференцировки хлоропластов в хромопласты (14, 15), снижались в листьях, продуцирующих crtB (рис. .2 Ф ). Эти результаты вместе предполагают, что экспрессии бактериального гена crtB в клетках листа достаточно для дифференциации хлоропластов в хромопластоподобные пластиды.
Затем мы использовали двойные мутанты Arabidopsis , дефектные по OR шаперонам (AtOR и AtOR-LIKE), чтобы проверить, затрагивает ли процесс дифференцировки, запускаемый crtB, пути в зависимости от этих хорошо охарактеризованных промоторов развития хромопластов (5, 16). Сходным образом двойные мутанты, лишенные цитозольных и пластидиальных диоксигеназ расщепления каротиноидов (CCD1 и CCD4, соответственно), были использованы для исследования возможного вклада сигнальных молекул, происходящих из ферментативной деградации каротиноидов, в механизм дифференцировки (17-19).Опосредованная вирусом экспрессия crtB в этих мутантах привела к появлению листьев с характерным желтым фенотипом и чрезмерной аккумуляцией каротиноидов, наблюдаемой у WT (рис. 1 C ), что позволяет предположить, что активность OR или ферментативное расщепление каротиноидов не требуются для этого процесса. . Помимо листьев, пожелтение было широко распространено во всех других зеленых тканях, включая листья стебля, стебли, чашелистики и стручки, где оно оставалось стабильным до гибели растений (рис. 1 D ).
Фермент crtB запускает дифференцировку между хлоропластами и хромопластами только при локализации в пластидах.
Низкие оценки пластидного нацеливания были получены для crtB с серверами TargetP и ChloroP, что указывает на ненадежный прогноз. Однако некаталитическая N-концевая область этого белка длиной 12 аминокислотных остатков содержит некоторые особенности, обнаруженные в пептидах, нацеленных на пластиды, в том числе пять гидрофобных и два гидроксилированных остатка. С-концевое слияние полноразмерного фермента crtB с зеленым флуоресцентным белком (crtB-GFP) в основном локализовано в цитозоле в листовых клетках N. benthamiana , но некоторая флуоресценция также была обнаружена в хлоропластах (10).Путем оптимизации условий временной экспрессии (с использованием только молодых листьев и добавления протеазы вспомогательного компонента вируса мозаики арбуза для предотвращения молчания генов) флуоресценция crtB-GFP была обнаружена с гораздо более высокой интенсивностью. Это позволило подтвердить, что белок crtB-GFP присутствовал как в цитозоле, так и в хлоропластах агроинфильтрованных клеток ( SI Приложение , рис. S1 A ). Когда GFP был слит с N-концом crtB, полученный белок (GFP-crtB) был полностью исключен из хлоропластов ( SI Приложение , рис.S1 A ). Следовательно, вероятно, что бактериальный фермент crtB несет на своем N-конце сигнал, направленный на криптические пластиды, который блокируется и, следовательно, инактивируется в белке GFP-crtB. Чтобы однозначно нацелить crtB на хлоропласт, мы затем добавили нацеливающую на пластиды последовательность фермента Arabidopsis HDS (20) к репортеру crtB-GFP. Как и ожидалось, полученный белок (p) crtB-GFP был обнаружен только в хлоропластах ( SI Приложение , рис. S1 A ).Агроинфильтрованные ткани листа, экспрессирующие crtB или (p) crtB, развили характерный желтый фенотип на 4–5 дней после инокуляции (dpi), тогда как ткани, экспрессирующие цитозольную версию GFP-crtB — переименованную в (c) crtB — оставались зелеными в качестве контрольных, экспрессирующих GFP. (Рис.3 A ). Анализ содержания каротиноидов показал идентичные профили для срезов листьев, агроинфильтрованных GFP и (c) crtB, и подтвердил, что, как и crtB, (p) crtB запускает избыточную аккумуляцию каротиноидов (рис. 3 B ).Агроинфильтрация листьев N. benthamiana конструкциями crtB или (p) crtB изначально не снижала уровни хлорофилла по сравнению с тканями листа, агроинфильтрованными с помощью GFP или (c) crtB (фиг. 3 B ). Однако оценка связанных с фотосинтезом параметров, таких как эффективный квантовый выход ФСII (ɸPSII) и нефотохимическое тушение (NPQ), показала, что и crtB, и (p) crtB, но не (c) crtB или GFP, оказали сильное влияние на функцию хлоропластов. (Рис.3 C ). Версия GFP, нацеленная на пластиды, не вызывала пожелтения или дефекта ɸPSII ( SI, приложение , рис.S1 B ), подтверждающий, что нарушение фотосинтеза хлоропластов вызвано не накоплением чужеродного белка в хлоропластах, а, в частности, crtB. Анализ ПЭМ подтвердил, что (p) crtB индуцировал дифференцировку хромопластоподобных пластид, очень похожих на те, которые обнаруживаются в тканях листа, экспрессирующих нецелевой фермент crtB, тогда как в листьях присутствовали только хлоропласты, продуцирующие либо (c) crtB, либо GFP (рис. 2 ). C и D ). Эти результаты подтверждают, что crtB вызывает синтетический (т.е.е., неприродный) дифференциация хромопластов только тогда, когда они локализованы в пластидах, где образуются каротиноиды.
Рис. 3.Ткани листа, продуцирующие crtB, демонстрируют стабильный фенотип с высоким уровнем каротиноидов и нарушенным фотосинтезом. ( A ) Лист N. benthamiana через 5 дней после агроинфильтрации (dpi) с указанными конструкциями в разных срезах. ( B ) Уровни каротиноидов (CRT) и хлорофиллов (CHL) в срезах листьев, как показано в A . ( C ) ɸPSII и NPQ в листовых секциях, как показано в A .( D ) Изменения CRT, CHL, ɸPSII и отношения каротиноидов к хлорофиллу (CRT / CHL) в срезах листьев в различные моменты времени после агроинфильтрации с crtB. Типичный лист с разрешением 16 dpi показан как Left . Графики показывают среднее значение и стандартное отклонение n = 3 независимых выборки. Значения представлены относительно значений в элементах управления GFP. Звездочками на графиках D отмечены статистически значимые изменения относительно 0 dpi (тест t , P <0.05).
Дифференцированные хромопласты листьев (рис. 2 C ) и связанные с ними особенности, такие как высокий уровень каротиноидов и низкий PSII (рис. 3 D ), сохранялись в течение нескольких недель после агроинфильтрации, и никаких реверсий к хлоропластам или зеленому цвету никогда не наблюдалось. . Примерно через неделю после агроинфильтрации crtB количество хлорофиллов начало уменьшаться. Каротиноиды также уменьшились, но не так сильно, как хлорофиллы, что в конечном итоге привело к более высокому соотношению каротиноидов и хлорофилла и, как следствие, более сильному желтому цвету по мере того, как листья стали старше (рис.3 D ). Сильный желтый фенотип, связанный с дифференцировкой хромопластов и обогащением каротиноидов, также стабильно поддерживался, когда ген crtB был экспрессирован из вирусного вектора в Arabidopsis , салате и цуккини (рис.1), что убедительно свидетельствует о том, что механизм, с помощью которого crtB сверхэкспрессия в конечном итоге приводит к сохранению хромопластогенеза у растений.
Синтетический биогенез хромопластов вызывает глубокие изменения в экспрессии ядерных генов и первичном клеточном метаболизме.
Подавляющее большинство пластидных белков кодируется ядерными генами (2). Поэтому мы пришли к выводу, что радикальное ремоделирование ультраструктуры пластид, связанное с дифференцировкой хромопластов, запускаемой crtB, потребует изменений в экспрессии ядерных генов. Анализ РНК-секвенирования (seq) образцов листьев N. benthamiana через 96 ч после инфильтрации (hpi) показал, что около 5000 генов дифференциально экспрессировались в желтых (p) срезах crtB по сравнению с зелеными контрольными GFP (набор данных S1).Такое массовое перепрограммирование экспрессии генов включало повышающую регуляцию 3183 генов и понижающую регуляцию 1803 генов в образцах, содержащих хромопласты. Анализ обогащения терминов онтологии генов (GO) (набор данных S2) показал чрезмерную представленность генов, участвующих в сворачивании белков и связывании с РНК и рибосомами, среди генов, индуцированных (p) crtB ( SI Приложение , рис. S2). Обогащение генов, играющих роль в трансмембранном транспорте, передаче клеточных сигналов (фосфорилирование белков, связывание с кальцием) и экспрессии ядерных генов (факторы транскрипции), наблюдалось среди генов, репрессированных при индуцировании биогенеза хромопластов ( SI Приложение , рис.S2). Этот профиль был поразительно похож на профиль созревающих плодов томата (где хромопласты естественным образом отличаются от хлоропластов), но сильно отличался от профиля стареющих листьев Arabidopsis ( SI Приложение , рис. S2). Многие из генов, потенциально участвующих в биосинтезе каротиноидов, активируются во время вызванной crtB трансформации хлоропластов листьев в хромопласты ( SI Приложение , Fig. S3). Однако изменения в экспрессии генов, связанных с каротиноидами, обнаруженные в процессе хромопластогенеза у N.benthamiana были скромными по сравнению с теми, которые присутствовали у созревающих плодов томатов ( SI Приложение , рис. S3 и набор данных S3).
Энергия и углерод, необходимые для биосинтеза каротиноидов, зависят от фотосинтеза (т. Е. Цикла Кальвина-Бенсона) в хлоропластах. Учитывая, что дифференцировка хромопластов листа была связана с нарушением фотосинтеза (рис. 3), мы спросили, может ли первичный клеточный метаболизм также быть перепрограммирован. Из 52 метаболитов, обнаруженных с помощью газовой хроматографии / времяпролетного / масс-спектрометрического анализа в N.benthamiana (набор данных S4), 13 показали статистически значимые изменения в (p) срезах crtB по сравнению с контрольными GFP ( SI, приложение , рис. S4 и таблица S1). Мы наблюдали снижение уровней аскорбата и гексоз (глюкозы и фруктозы, основных запасов растворимых углеводов и субстратов дыхания). Это, вместе с увеличением промежуточных продуктов цикла трикарбоновых кислот (ТСА) (цитрат, 2-оксоглутарат и малат) и аминокислот (валин, изолейцин, аспартат и глутамат), позволяет предположить, что сахара использовались для производства АТФ через цикл ТСА, чтобы поддерживать биосинтез аминокислот и каротиноидов (и, вероятно, другие клеточные функции).Действительно, частота дыхания, определяемая как общее потребление кислорода в темноте, была выше в тканях листьев, содержащих хромопласты ( SI Приложение , рис. S4). В то время как повышенное дыхание также связано с началом гиперпродукции каротиноидов в томатах и других климактерических плодах, метаболические изменения, которые мы наблюдали в (p) crtB-продуцирующих листьях N. benthamiana , часто противоположны тем, которые происходят во время дифференцировки хромопластов у томатов. (11, 21). В частности, гексозы и аскорбат не уменьшаются, а увеличиваются.Мы предполагаем, что это может быть связано с тем, что метаболизм листьев направлен на производство и экспорт фотоассимилятов, в то время как помидоры — это органы-приемники, которые были выбраны для накопления сахаров и кислот в качестве положительных вкусовых качеств. В любом случае, наши данные вместе показывают, что активность crtB в хлоропластах листа достаточна для запуска глубокого перепрограммирования экспрессии ядерных генов и метаболизма всей клетки, связанного с дифференцировкой хромопластов, пластидного типа, который в природе не встречается в табаке или табаке. Arabidopsis листьев.
Повышенное количество фитоена в хлоропластах может мешать фотосинтезу.
Чтобы исследовать динамику crtB-зависимого процесса дифференцировки хромопластов, мы затем проследили динамику экспрессии crtB , продукции фитоена и последующего накопления каротиноидов после агроинфильтрации листьев N. benthamiana с конструкцией (p) crtB. . Транскрипты, кодирующие (p) crtB, были надежно обнаружены при 24 часах на дюйм и достигли пика при 48 часах на дюйм (Рис.4 A ), тогда как фитоен начал накапливаться между 24 и 36 часами на дюйм и внезапно увеличился при 48 часах на дюйм (Рис.4 В ). Каротиноиды, расположенные ниже по течению, начали увеличиваться при 48 hpi (рис. 4 B ). Чтобы проследить динамику ремоделирования мембраны хлоропластов, мы также отслеживали уровни белков ɸPSII, NPQ и D1 в качестве оценок фотосинтеза, фотозащиты и фотоповреждения, соответственно. И ɸPSII (рис. 4 C ), и NPQ ( SI, приложение , рис. S5) оставались неизменными до 36 hpi, а затем снижались по мере увеличения уровней как фитоена, так и последующих каротиноидов (рис. 4). Уровни D1 начали снижаться позже, между 48 и 60 hpi (рис.4 D ), вероятно, в результате фотоповреждения. Анализ с более высоким временным разрешением для уровней PSII и каротиноидов между 25 и 40 hpi показал, что уровни фитоенов увеличиваются до того, как PSII снижается, тогда как последующие каротиноиды накапливаются немного дольше (рис. 4 E ). Взятые вместе, эти результаты предполагают, что crtB-опосредованная продукция фитоена вызывает нарушение фотосинтетической функции хлоропластов до того, как каротиноиды начнут чрезмерно накапливаться.
Рис.4.Динамика дифференцировки хлоропластов и хромопластов в листьях. листьев N. benthamiana агроинфильтровали указанными конструкциями, и образцы собирали в указанные моменты времени (часы после агроинфильтрации). ( A ) Уровни транскриптов, кодирующих (p) crtB, относительно максимума в образцах (p) crtB. ( B ) Абсолютные уровни фитоенов и относительное содержание нижестоящих каротиноидов в образцах (p) crtB. ( C ) Типичные изображения флуоресценции хлорофилла и значения ɸPSII.( D ) Содержание белка D1 (PsbA). ( E ) Уровни фитоена, последующих каротиноидов и ɸPSII в образцах (p) crtB относительно уровней при 25 hpi. Звездочками отмечены значительные изменения относительно значений 25 hpi (тест t , P <0,05). Обратите внимание на логарифмический масштаб. На всех графиках значения соответствуют средним и стандартным значениям n = 3 независимых выборки.
Чтобы в следующий раз подтвердить, является ли нарушение функциональности хлоропластов следствием чрезмерного накопления фитоена, мы использовали норфлуразон (NF) для предотвращения превращения фитоена в последующие каротиноиды (22). листьев N. benthamiana были подвергнуты агроинфильтрации с конструкциями для получения GFP, (p) crtB и PAR1, кофактора транскрипции Arabidopsis , который способствует полному биосинтезу каротиноидов, но не накоплению фитоенов в фотосинтетических тканях (23). Через 24 часа на дюйм некоторые агроинфильтрованные листья обрабатывали NF (рис. 5). Необработанные листья, временно экспрессирующие ген Arabidopsis PAR1 , накапливали более высокие уровни каротиноидов ниже фитоена, но не проявляли изменений в PSII по сравнению с контролями GFP.Обработка NF привела к накоплению фитоенов, снижению уровней последующих каротиноидов и снижению ɸPSII во всех образцах (рис. 5). Снижение PSII в этих обработанных NF образцах коррелировало с накоплением фитоена (чем выше уровни фитоена, тем сильнее снижение PSII). Однако снижение PSII было умеренным по сравнению с наблюдаемым в образцах (p) crtB без NF (рис. 5 A ), в которых преобразование фитоена в нижележащие каротиноиды приводило к дифференцировке хромопластов.Мы пришли к выводу, что чрезмерное накопление фитоена само по себе нарушает фотосинтез, но не отменяет идентичность хлоропластов, что приводит к относительно умеренному снижению PSII. Гораздо более сильное снижение ɸPSII, которое имеет место в образцах (p) crtB, не было бы напрямую связано с влиянием фитоена на фотосинтетическую активность, а было бы результатом разрушения фотосинтетического аппарата, поскольку хлоропласты накапливают нижележащие каротиноиды и дифференцируются в хромопласты. Интересно, что опосредованное PAR1 накопление каротиноидов, но не фитоена (рис.5 A ) не смог вызвать массивное падение ɸPSII и фенотип желтых листьев, характерный для дифференцировки хромопластов (рис. 5 B ). Таким образом, мы пришли к выводу, что накопление фитоена вызывает зависящее от концентрации нарушение фотосинтетической идентичности хлоропластов, условие, которое может быть необходимо для того, чтобы они стали хромопластами при последующей продукции и накоплении последующих каротиноидов.
Рис. 5.Трансформация хлоропластов листа в хромопласты требует снижения фотосинтетической способности и производства каротиноидов ниже фитоена.( A ) Уровни каротиноидов и ɸPSII в листьях через 96 ч после агроинфильтрации указанными конструкциями. Во всех случаях значения на графике соответствуют средним значениям и стандартным отклонениям n = 3 независимых выборки. Звездочками на графиках ɸPSII отмечены статистически значимые изменения относительно необработанных контролей GFP (тест t , P <0,05). Показаны образцы, пропитанные NF через 24 часа на дюйм или обработанные DCMU за 24 часа до агроинфильтрации. ( B ) Типичные изображения агроинфильтрованных листьев при 96 hpi и их соответствующая флуоресценция хлорофилла для ɸPSII.
Фармакологическое ингибирование фотосинтетической активности снижает порог фитоена для инициации перехода от хлоропласта к хромопласту в листьях.
В отличие от результатов с использованием crtB, но аналогичных результатам с PAR1, сверхэкспрессия генов, кодирующих PSY, из Arabidopsis и томата не смогла вызвать характерный фенотип желтых листьев, связанный с дифференцировкой хромопластов (рис. 5 и SI Приложение , Рис. S6) (11, 24, 25). Интересно, что растительные ферменты давали значительно более низкие уровни фитоена по сравнению с crtB и не оказывали существенного влияния на фотосинтез, как следует из значений ɸPSII (рис.5 и SI Приложение , рис. S6). Поэтому мы предположили, что фитоен может действовать как переключатель метаболического порога, который изменяет фотосинтетические характеристики хлоропластов только при превышении определенного уровня. Чтобы преодолеть этот предполагаемый порог, мы обработали листьев N. benthamiana DCMU (3- (3,4-дихлорфенил) -1,1-диметилмочевина, диурон), широко используемым ингибитором фотосинтеза, который прерывает фотосинтетическую цепь переноса электронов. На следующий день обработанные и необработанные контрольные листья подвергали агроинфильтрации конструкциями, кодирующими либо GFP, либо фермент Arabidopsis PSY.При 96 hpi обработанные DCMU срезы листьев GFP показали снижение PSII, но неизменные уровни каротиноидов по сравнению с необработанными образцами (рис. 5). Напротив, срезы PSY, обработанные DCMU, показали более резкое падение PSII и гораздо более высокие уровни каротиноидов, чем необработанные контрольные PSY или GFP (рис. 5 A ). Как следствие, срезы листьев PSY, обработанные DCMU, становились желтыми (фиг. 5 B ), аналогично тому, что наблюдалось, когда дифференцировка хлоропластов в хромопласты запускалась crtB в отсутствие ингибитора.Таким образом, наши результаты согласуются с существованием двухступенчатого процесса, ответственного за crtB-обеспечиваемую трансформацию хлоропластов листьев в хромопласты (Рис. 6). Во-первых, идентичность хлоропластов ослабляется из-за чрезмерного накопления фитоена, а, во-вторых, повышенная продукция каротиноидов в предварительно кондиционированных хлоропластах позволяет дифференцировать хромопласты. Без предварительной обработки уровни каротиноидов могут увеличиваться, но хромопласты не дифференцируются, как показано на необработанных листьях, продуцирующих PAR1 или PSY.Более того, если каротиноиды ниже фитоена не продуцируются, предварительно кондиционированные хлоропласты остаются неизменными, как показано на листьях (p) crtB, обработанных NF (рис. 5).
Рис. 6.Модель процесса дифференцировки хлоропластов в хромопласты. Программы развития растений создают органы с разной степенью фотосинтетической способности и, следовательно, идентичностью хлоропластов, от сильных (например, листья) до слабых (например, зеленые плоды) или отсутствующих (например, корни). Ослабление идентичности хлоропластов, по-видимому, является первой фазой (I) дифференцировки хромопластов.Во второй фазе (II) сигналы развития способствуют экспрессии генов, кодирующих PSY и другие ферменты биосинтеза каротиноидов. Повышенное производство каротиноидов затем перепрограммирует связь пластид с ядром, изменяет ультраструктуру пластид и приводит к дифференцировке хромопластов, что, в свою очередь, способствует биосинтезу и улучшает хранение каротиноидов. Две фазы могут быть синтезированы в листьях путем избыточного производства фитоена с использованием crtB. Когда фитоен превышает определенный уровень, он нарушает фотосинтетическую способность хлоропластов листьев.Это действует как метаболический переключатель, который позволяет образовывать хромопласты после того, как фитоен превращается в последующие каротиноиды эндогенными ферментами.
Discussion
Регуляция идентичности пластид является основным процессом у растений, который остается плохо определенным. Наша работа показывает, что хромопласты можно синтетически отличить от хлоропластов листьев у всех протестированных растений, несмотря на то, что это то, что в природе могут делать лишь некоторые виды. Эта синтетическая система позволила нам предложить модель дифференциации хромопластов, которая также применима к естественным системам (рис.6). В первой фазе (I) хлоропласты должны стать компетентными (то есть предварительно кондиционированными) за счет снижения их фотосинтетической способности, тогда как повышенная продукция каротиноидов завершает дифференцировку хромопластов во второй фазе (II).
В нашей синтетической системе фаза I была очень быстрой (часы) и требовала достаточного количества фитоена, чтобы ослабить идентичность хлоропластов в листьях. В хлоропластах каротиноиды, такие как лютеин, бета-каротин, виолаксантин и неоксантин, необходимы для поддержания свойств фотосинтетических мембран и пигмент-белковых комплексов, ответственных за сбор солнечного света и передачу энергии возбуждения фотосистемам (4, 26, 27).Фитоен обычно не обнаруживается в хлоропластах листьев, поскольку он легко превращается в последующие (связанные с фотосинтезом) каротиноиды. Перенакопление фитоена (или производного фитоена) может каким-то образом конкурировать с эндогенными каротиноидами за их связывание с фотосинтетическими белковыми комплексами и мембранами, вмешиваться в их функции и в конечном итоге вызывать изменения, которые мы наблюдали в фотосинтетической компетентности. В соответствии с этой гипотезой, сконструированное накопление в растениях каротиноидов, не являющихся хлоропластами, таких как астаксантин, изменяет свойства тилакоидов и гран и нарушает работу фотосинтетического аппарата на нескольких других уровнях (27, 28).Производство астаксантина и других кетокаротиноидов в табаке фактически привело к пластидам листьев, которые утратили свои хлоропластные свойства и продемонстрировали пролиферацию неупорядоченных мембранных систем и пластоглобул (28, 29), аналогично нашим результатам (рис. 2).
В природе хлоропласты могут стать компетентными для дифференцировки в хромопласты без необходимости повышения фитоена. У томатов хлоропласты зеленых плодов намного менее фотосинтетически активны, чем хлоропласты листьев (8, 30).Таким образом, зеленые плоды томата и другие органы, ткани и / или стадии развития, на которых идентичность хлоропластов слабая или отсутствует (например, темные каллусы, клубни или корни), могут рассматриваться как «естественно компетентные» для дифференциации хромопластов при наличии каротиноидов. биосинтез активируется. В соответствии с этим, избыточное производство ферментов PSY растений привело к образованию хромопластоподобных структур в зеленых плодах томатов и нефотосинтетических тканях Arabidopsis , но не оказало никакого влияния на листья (11, 24, 25), если предварительно не было обусловлено отключением их фотосинтетической способности (рис.5). Сходным образом, повышающая регуляция OR запускает избыточное накопление каротиноидов и дифференцировку хромопластов в плодах томатов, клубнях картофеля, твороге цветной капусты или каллусах Arabidopsis , но не в листьях любого из этих растений (31–34). Интересно, что OR, по-видимому, не требуется для crtB-обеспечиваемой дифференцировки хлоропластов листьев в хромопласты (Fig. 1 C ). Было показано, что OR способствует активности и стабильности PSY, а некоторые мутанты OR предотвращают метаболизм каротиноидов (особенно бета-каротина) (5, 16, 35, 36).Наши результаты предполагают, что никакой дополнительной функции не потребуется для активации OR, чтобы вызвать развитие хромопластов из пластид со слабой идентичностью хлоропластов или без нее. Интересно, что роль OR в подавлении развития хлоропластов у этиолированных проростков была недавно предложена (37).
В фазе II, которая, вероятно, перекрывается с фазой I, повышенная экспрессия генов, связанных с каротиноидами ( SI Приложение , Рис. S3), вероятно, способствует активации эндогенного биосинтетического пути.Во время этой фазы накопление каротиноидов происходит одновременно с ремоделированием внутренних пластидных структур, причем оба фактора синергетически активируют друг друга (Рис. 6). Поразительно, что в агроинфильтрованных листьях N. benthamiana этот процесс происходит до того, как хлорофиллы начинают разлагаться (рис. 3). Эти результаты подтверждают, что распад хлорофилла и дифференцировка хромопластов являются независимыми процессами, как уже было показано на мутантах, таких как томат , зеленая мякоть ( gf ), у которых нарушение деградации хлорофилла во время созревания плодов не влияет на образование мембран хромопластов и накопление каротиноидов (38).Новые структуры, созданные после разборки фотосинтетических гран и тилакоидов (рис. 2), вероятно, способствуют достижению высоких уровней каротиноидов, вмещая увеличивающееся количество каротиноидов и предотвращая их деградацию (1–3, 5, 7, 8). Они могут дополнительно увеличивать выработку каротиноидов, стимулируя активность эндогенных ферментов биосинтеза каротиноидов (включая PSY), многие из которых связаны с мембраной (39).
Накопление каротиноидов и структурные изменения, связанные с трансформацией хлоропластов в хромопласты, включают реорганизацию содержания пластидных белков (рис.2 F ), но также и глобальное перепрограммирование экспрессии ядерных генов ( SI, приложение , рис. S2) и первичного метаболизма ( SI, приложение , рис. S4). Вероятно, что реализация этих изменений (а также других, необходимых для повторной адаптации механизмов импорта пластидных белков и контроля качества к дифференцировке хромопластов) зависит от ретроградных сигналов, производимых дифференцирующимися пластидами. Распад каротиноидов может генерировать сигнальные молекулы, которые регулируют многие процессы развития растений, включая развитие пластид (18, 19).Наблюдение за тем, что Arabidopsis ccd1 ccd4 мутантов, дефектных по активности диоксигеназы расщепления каротиноидов в цитозоле (через CCD1) и пластидах (через CCD4), не были затронуты crtB-зависимым фенотипом листа (рис. 1 C ), предполагает, что сигналы Независимо от CCD или каротиноидов, они ответственны за выявление изменений в экспрессии ядерных генов и клеточном метаболизме, поддерживающем биогенез хромопластов. Специфика таких сигналов еще предстоит выяснить.
Таким образом, мы показываем, что дифференцировка хромопластов требует только метаболических сигналов (т.е., достаточное количество фитоена и последующее производство каротиноидов). Хотя наши выводы основаны на синтетической системе (т. Е. На экспрессии бактериального гена в клетках листа), сходство транскриптомных профилей между этим процессом и созреванием плодов ( SI Приложение , рис. S2) убедительно подтверждает, что это основной общий механизм превращения хлоропластов в хромопласты. В природе, однако, сигналы развития играют фундаментальную роль, делая хлоропласты компетентными (фаза I) и регулируя экспрессию генов биосинтеза каротиноидов (фаза II).Сигналы, производимые дифференцирующимися пластидами, также жестко связаны с процессом, поскольку они поддерживают трансформацию органелл путем перепрограммирования экспрессии ядерных генов и метаболизма всей клетки. Помимо успешного решения давнего вопроса биологии растений (т. Е. Идентичности пластид), описанная здесь очень простая и понятная система для индукции дифференциации хлоропластов и хромопластов по требованию является мощным биотехнологическим инструментом, который, по-видимому, работает в каждое испытанное до сих пор растение (рис.1) (10). Таким образом, создание органеллярной раковины для улучшения как производства, так и хранения каротиноидов и других пластидных фитонутриентов в хлоропластсодержащих тканях, когда их фотосинтетическая активность становится незаменимой (например, непосредственно перед сбором урожая), должно позволить повысить питательные качества зеленых овощей и кормов. посевы.
Материалы и методы
Растительный материал и условия роста.
N. tabacum Xanthi nc, N. benthamiana RDR6i и A.thaliana Columbia-0 (Col) и Landsberg erecta (Ler) выращивали в стандартных условиях, как описано ранее (10, 40). Росту двойных мутантов ccd1 ccd4 (16) и ator atorl (17), обоих на фоне Col, способствовал их перенос в слабый свет (40 мкмоль фотонов · м −2 · с −1 ) дней после прорастания. Для того, чтобы вызвать старение листьев, вызванное темнотой, отдельные листья содержали в темных влажных камерах до появления видимого пожелтения.Собранный растительный материал замораживали в жидком азоте, лиофилизировали и затем гомогенизировали до тонкого порошка с использованием системы TissueLyser (Qiagen) для дальнейших анализов.
Просвечивающая электронная микроскопия.
Просвечивающая электронная микроскопия листьев растений выполнялась, как описано ранее (41).
Анализ временной экспрессии.
Для исследований временной экспрессии с использованием вирусных векторов листья растений N. tabacum и Arabidopsis возрастом от 4 до 6 недель механически инокулировали неочищенными экстрактами из замороженных инфицированных тканей растений и собирали по появлению фенотип пожелтения, как описано ранее (10).Для экспериментов по агроинфильтрации вторые или третьи самые молодые листья растений N. benthamiana возрастом от 4 до 6 недель были инфильтрированы штаммом A. tumefaciens GV3101, несущим интересующие векторы, в соответствии с процедурой, описанной ранее (42). Молчание гена предотвращалось коагроинфильтрацией штаммом, несущим протеазу вспомогательного компонента (HC-Pro) вируса мозаики арбуза (WMV) в векторе HcProWMV-pGWB702 (любезно предоставленном Хуаном Хосе Лопес-Моя и Марией Луизой Доминго-Калап, CRAG, Барселона, Испания).Инфильтрационные культуры выращивали на среде Лурия-Бертани при 28 ° C и использовали при оптической плотности 0,5 при 600 нм (OD 600 ). Для фармакологического лечения NF или диурон (DCMU) разводили в воде и 0,05% Tween 20. Обработки NF (2 мкМ) выполняли путем инфильтрации шприцем участков листьев, которые были агроинфильтрованы различными конструкциями за 24 часа до этого. DCMU (10 мкМ) наносили на поверхность листа тонкой кистью за 24 ч до агроинфильтрации.
Экстракция белка и иммуноблот-анализы.
Экстракция белка, количественная оценка и иммуноблот-анализы были выполнены, как описано (43), с использованием сыворотки против фибриллина (44) или анти-PsbA (Agrisera).
Анализ метаболитов.
Каротиноиды анализировали, как описано ранее (40). Фитоен был количественно определен с использованием кривой концентрации с коммерческим стандартом (Sigma). Первичные метаболиты экстрагировали и анализировали, как описано в Приложении SI , Материалы и методы .
Статистический анализ.
Дифференциально экспрессируемые гены (DEG) были идентифицированы путем сравнения наборов данных crtB и GFP RNA-seq со статистическим методом DESeq2 на платформе AIR. Полученный список crtB / GFP был отфильтрован с использованием пороговых значений частоты ложного обнаружения <0,05 и log 2 -трансформированных кратных изменений (log 2 FC)> 0,585 для генов с повышенной регуляцией и <-0,599 для генов с пониженной регуляцией. . Обогащение GO было идентифицировано функцией параметрического анализа обогащения набора генов (PAGE) AgriGO v2.0 (bioinfo.cau.edu.cn/agriGO/) после преобразования идентификаторов генов в аннотацию Niben v04.4. Для сравнения различных биологических систем мы выбрали значительно обогащенные онтологии генов из нашего эксперимента N. benthamiana RNA-seq ( P и q значения <0,05) и сравнили их значения Z-score с значениями, полученными из анализ опубликованных данных РНК-seq созревания плодов томата и старения листьев Arabidopsis . В частности, мы использовали значения чтения на миллион отображенных считываний общего околоплодника на стадиях зрелого зеленого (MG), светло-спелого (LR) и красного созревания (RR) (45), а количество фрагментов на миллион сопоставленных считываний Стадии старения 16D и 30D (46).DEG, полученные в результате сравнений LR / MG, RR / MG и 30D / 16D, фильтровали, как описано выше, для N. benthamiana crtB / GFP. Тесты Стьюдента t использовались для остальной части статистического анализа с использованием GraphPad Prism 5.0a (программное обеспечение GraphPad). Связанные с каротиноидами гены в N. benthamiana были идентифицированы с помощью BLASTp с использованием последовательностей томатов. Тепловые карты были созданы с использованием пакета pheatmap в R (https://cran.r-project.org/web/packages/pheatmap/index.html).
Доступность данных.
данныхRNA-seq были депонированы в базе данных Sequence Read Archive (SRA) Национального центра биотехнологической информации (NCBI) под регистрационным номером SRP238752 (BioProject ID PRJNA597608). Остальные данные, представленные в статье, доступны в основном тексте SI и приложении . Биологические материалы доступны у соответствующих авторов по запросу.
Все данные исследования включены в статью SI и Приложение .
Благодарности
Мы очень благодарим Jaume F.Мартинес-Гарсия и Ральф Велш за плодотворные обсуждения рукописи; Ральфу Велшу и Ли Ли за предоставление семян мутантов Arabidopsis ccd1 ccd4 и ator atorl соответственно; Хуану Хосе Лопес-Моя и Марии Луизе Доминго-Калап за подарок вектора HcProWMV-pGWB702; и M. Rosa Rodriguez-Goberna за отличную техническую поддержку. Мы также ценим помощь Марти Бернардо, Фиделя Лозано, Лидии Хименес и сотрудников основных предприятий CRAG. Эта работа финансировалась Европейским фондом регионального развития и испанским агентством Agencia Estatal de Investigación Grants BIO2017-84041-P, BIO2017-83184-R, BIO2017--REDT, BES-2017-080652 и AGL2017-85563-C2-1- Р; Гранты Министерства образования, культуры и спорта AP2012-3751 и FPU16 / 04054; и Generalitat de Catalunya Grant 2017SGR-710.Мы также благодарим за финансовую поддержку программы Европейского Союза Horizon 2020 (EU-h3020) COST Action CA15136 (EuroCaroten) и Marie S. Curie Action (MSCA) 753301 (Arcatom), программы Северо-Очоа для центров передового опыта в области исследований и разработок на 2016-2019 гг. Грант SEV-2015-0533 и Программа Женералитата Каталонии CERCA (CRAG). Б.Л. поддерживается грантами CSIRO Synthetic Biology Future Science Platform и Университета Маккуори. L.M. поддерживается стипендией INPhINIT Foundation La Caixa Foundation LCF / BQ / IN18 / 11660004, которая получила финансирование от EU-h3020 в рамках гранта MSCA 713673.A.R.F. поддерживается Deutsche Forschungsgemeinschaft Grant DFG TRR 175.
Сноски
Вклад авторов: B.L., S.T.-M., L.M., I.F.-S., E.M., J.-A.D. и M.R.-C. спланированное исследование; B.L., S.T.-M., L.M., I.F.-S., J.T.M., M.E., L.D., F.H., E.M., B.P., J.C. и A.T. проведенное исследование; B.L., S.T.-M., L.M., I.F.-S., J.T.M., M.E., B.P., J.C., A.T., A.R.F., J.-A.D. и M.R.-C. внесены новые реагенты / аналитические инструменты; B.L., S.T.-M., L.M., I.F.-S., J.T.M., M.E., L.D., F.H., E.M., B.P., J.C., A.T., A.R.F., J.-A.D. и M.R.-C. проанализированные данные; и Б. и М.Р.-К. написал газету.
Авторы заявляют об отсутствии конкурирующей заинтересованности.
Эта статья представляет собой прямое представление PNAS.
Эта статья содержит вспомогательную информацию в Интернете по адресу https://www.pnas.org/lookup/suppl/doi:10.1073/pnas.2004405117/-/DCSupplemental.
Пигменты для листьев | Гарвардский лес
Растения производят удивительное разнообразие молекул пигментов, гораздо больше, чем животные.В конце концов, растения — существа света. Они чувствуют свет, чтобы контролировать свой рост и быструю реакцию на окружающую среду, и они используют свет в качестве источника энергии. Растения производят пигменты, чтобы рекламировать награды за животных, которые опыляют цветы и разбрасывают семена. Таким образом, пигменты могут выполнять физиологические и / или биологические функции.
В листьях растений присутствуют три типа пигментов, и их удержание или образование определяет цвет листьев до того, как они выпадут из молекул, помимо простых химических формул, описывающих количество атомов различных элементов, составляющих молекулу. .Показанный здесь пример представляет собой обычную сахарную глюкозу.
Глюкозу можно купить в качестве подсластителя, чаще всего это половина обычного столового сахара (сахарозы), который является дисахаридом. Будут показаны более сложные диаграммы, чтобы проиллюстрировать структуры трех типов пигментов, которые присутствуют во время старения листьев: хлорофиллов, каротиноидов и антоцианов.
Каротиноиды
Каротиноиды представляют собой водоотталкивающие пигменты с очень длинной цепью, которые синтезируются в пластидах растительных клеток.У подсолнечника обычный каротиноид, бета-каротин, вырабатывается в хромопластах лучевых цветков и дает яркие желто-оранжевые цвета. Эти пигменты в основном поглощают волны синих длин, позволяя рассеивать более длинные волны и производить желтый цвет. В осенней листве каротиноиды остаются в хлоропластах и обнаруживаются в результате потери хлорофилла.
Хлорофиллы
Хлорофиллы a и b являются пигментами фотосинтеза.Они производятся в хлоропластах фотосинтезирующих тканей листа. Молекулы хлорофилла очень водоотталкивающие, отчасти из-за длинного фитолового хвоста в молекуле. Замкнутое кольцо молекулы похоже на гемоглобин нашей крови, но содержит ион магния, а не железа. Это большая и дорогостоящая молекула, отчасти потому, что каждое кольцо содержит четыре атома азота. Хлорофилл обычно разрушается к концу жизни листа, и большая часть азота резорбируется растением.
Антоцианы
Антоцианы представляют собой водорастворимые пигменты, продуцируемые флавоноидным путем в цитоплазме окрашенных растительных клеток. Присоединение молекулы сахара делает их особенно растворимыми в соке вакуоли, где эти молекулы хранятся… ..после того, как они запускаются. Они отвечают за розово-красный цвет большинства лепестков цветов, большинства красных фруктов (например, яблок) и почти всех красных листьев осенью. Антоцианы поглощают свет в сине-зеленых длинах волн, позволяя тканям растений рассеивать красные волны, делая эти органы видимыми для нас как красные.